Analyse von bioaktiven Substanzen und Herkunftsunterschieden von Cistanche Tuberosa in Xinjiang

Kurzfassung: Die sechs Anbaugebiete vonCistanche tubulosain der Taklamakan-Wüste wurden als Forschungsobjekt ausgewählt und die bioaktiven Substanzen und antioxidativen Aktivitäten verschiedener Teile (Wurzel, Mitte und Spitze) bestimmt und eine multivariate statistische Analyse durchgeführt. Die Ergebnisse zeigten, dass die Unterschiede in den Produktionsgebieten signifikante Auswirkungen auf die bioaktiven Substanzen von Cistanche tubulosa (Gesamtpolyphenole,

Der Gehalt an Gesamtflavonoiden, Gesamttriterpenen, Gesamtpolysacchariden, Gesamtproanthocyanidinen, Echinacosid und Verbascosid) undantioxidative Aktivitätalle hatten einen signifikanten Einfluss, und es gab signifikante Unterschiede in derbioaktive Substanzenin verschiedenen Teilen.Cistanche tubulosaunterschiedlicher Herkunft hat starkantioxidative AktivitätIn vitro beträgt die IC50 der DPPH-Radikalfängerrate (IC50 DPPH ) weniger als 7 mg / ml und die IC50 der ABTS-Radikalfängerrate ( IC50 ABTS ) weniger als 3 mg / ml mL. Die Korrelationsanalyse zeigte, dass IC50 DPPH von Cistanche tubulosa signifikant negativ mit Gesamtpolyphenolen korrelierte undEchinacosidInhalt; IC50 ABTS war extrem signifikant negativ korreliert mit Gesamtpolyphenolen, Gesamtpolysacchariden, Echinacosid undverbascosidInhalt. Die Hauptkomponentenanalyse extrahierte 3 Hauptkomponenten, deren kumulativer Beitragssatz der Varianz 80 betrug. 57 Prozent; Die Clusteranalyse teilte die Proben in 3 Gruppen ein. Die Reihenfolge der umfassenden Bewertung von Cistanche tubulosa aus verschiedenen Anbaugebieten ist Kashi Jiashi County (0. 445), Alar City (0. 313), Hotan Moyu County (0. 051), Turpan Shanshan County (-0. 057), Kreis Hotan Yutian (-0. 071), Kreis Bayingolengolengqiemo (-0. 680).

Schlüsselwörter: Cistanche tubulosa; bioaktive Substanzen; Unterschiede in den Produktionsgebieten; umfassende Bewertung

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Einführung

Cistanche tubulosa(Schrenk) Wight, auch bekannt als Red Willow Dayun[1], wurde zusammen mit Cistanche deserticola als Ausgangspflanze von Cistanche deserticola in das Arzneibuch der Volksrepublik China aufgenommen und in den Katalog von „Food and Medicine“ aufgenommen Homolog“ von der National Health Commission im Jahr 2018[2].Cistanche tubulosaEnthält eine Vielzahl biologisch aktiver Substanzen, wie Polyphenole, Polysaccharide, Phenylethanolglykoside, Iridoide und deren Glykoside etc. Blutfettsenkung [6], Immunregulation [7], Nervenschutz [8], Vorbeugung von Osteoporose [{{3 }}], Abführmittel [11-12], Gedächtnisverbesserung [13] und andere funktionelle Aktivitäten hat es den Ruf von "Wüstenginseng".

Cistanche tubulosaparasitiert ausschließlich an den Wurzeln von Tamarix-Pflanzen und ist in Hetian, Kashgar, Aksu und anderen Gebieten rund um die Taklamakan-Wüste in Xinjiang, meinem Land, verbreitet. Untersuchungen [14] ergaben, dass verschiedene geografische Standorte unterschiedliche Licht-, Niederschlags-, Temperatur- und Bodenbedingungen aufweisen, die sich unterschiedlich stark auf das Wachstum, die Entwicklung und die intrinsische Qualität von Pflanzen auswirken Gehalt an Echinacosid und Verbascosid als Index zur Bewertung der Qualität von Cistanche-Tubulosid [2], aber die bioaktiven Substanzen in Cistanche tubatus sind komplizierter. , Gesamtflavonoide, Gesamtpolysaccharide, Gesamttriterpene, Gesamtproanthocyanidine usw. haben ein breites Spektrum an pharmakologischen Wirkungen. Daher kann die Multi-Index-Qualitätsbewertungsmethode die Qualität von Arzneimitteln aus Cistanche tubulosa umfassender bewerten [1]. Auf dieser Grundlage beabsichtigt dieses Papier, sich auf die Taklamakan-Wüste in der Xinjiang-Einnahme zu konzentrierenCistanche tubulosaals Forschungsgegenstand die Arten, Gehalte und antioxidativen Aktivitäten von bioaktiven Substanzen inCistanche tubulosaaus verschiedenen Anbaugebieten wurden untersucht und Korrelationsanalysen, Hauptkomponentenanalysen und systematische Clustering-Analysen wurden zur umfassenden Bewertung verwendet, um die verschiedenen Anbaugebiete in Xinjiang zu verdeutlichen. Die Qualitätsunterschiede von Cistanche tubulosa bieten theoretische Unterstützung und Referenz für die Stärkung der Qualitätskontrolle von Cistanche tubulosa und seinen Produkten sowie die Förderung der tiefen Verarbeitung und umfassenden Entwicklung und Nutzung von Cistanche tubulosa.

1. 1. 3 Hauptinstrumente und Ausrüstung Pilot3-6 m Typ Gefriertrocknung

Zentrifuge, hergestellt von Beijing Boyikang Experimental Instrument Co., Ltd.; TGL-20B-Zentrifuge, hergestellt von Shanghai Anting Scientific Instrument Co., Ltd.; UV-Vis-Spektrophotometer Typ 756, hergestellt von Shanghai Qinghua Technology Instrument Co., Ltd.; LC-20AB-Hocheffizienz-Flüssigkeitschromatographie wurde von der Shimadzu Corporation of Japan hergestellt; Das multifunktionale Mikroplatten-Lesegerät Synergy H1 wurde von Porton Instruments Co., Ltd. hergestellt.

1.2 Bestimmung biologisch aktiver Substanzen

1. 2. 1 Bestimmung des Gesamtpolyphenolgehalts Siehe Methode von FH Li et al. [17]. Vorbereitung der Probenlösung: Wiegen Sie 0,50 g Probe, verwenden Sie 70-prozentige (wenn nicht anders angegeben, beziehen sich die Prozentangaben im Text auf den Volumenanteil) Ethanollösung als Extraktionslösungsmittel, und das Verhältnis von Feststoff zu Flüssigkeit beträgt 1 :40 (g/ml, das gleiche wie unten. ), in einem 60 Grad, 250 W Ultraschallgerät für 40 min extrahiert, gekühlt und bei 4000 U/min für 10 min zentrifugiert, der Überstand gesammelt und auf 50 ml verdünnt, beiseite gestellt. 1 ml der Probenlösung entnehmen, 5 ml 10-prozentige Folinollösung zugeben, oszillieren und gut schütteln, nach 15 min Stehen 4 ml 7,5-prozentige Na2CO3-Lösung zugeben, oszillieren und gut schütteln und im Dunkeln stehen lassen 20 Minuten. Messen Sie nach 1 min die Extinktion (A765) und das Ergebnis wird in Gallussäureäquivalent (mg GAE/g DW) ausgedrückt.

1. 2. 2 Bestimmung des Gesamtgehalts an Flavonoiden

Siehe das Verfahren von Zhang Wenye et al. [18]. 1 ml der Probelösung (wie 1.2.1) in einen braunen 1{6}}-ml-Messkolben geben, 0,3 ml NaNO2-Lösung mit einem Massenanteil von 5 Prozent zugeben, oszillieren und schütteln gut 15 min stehen lassen, dann 0,3 mL 10-prozentige Al(NO3)3-Lösung und 4 mL 4-prozentige NaOH-Lösung zugeben, mit 50-prozentiger Ethanollösung auf 10 mL verdünnen, schütteln

Gut schütteln und nach 20-minütigem Stehen im Dunkeln seine Extinktion (E510) messen, das Ergebnis

Früchte werden in Rutin-Äquivalenten (mg RE/g DW) ausgedrückt.

1. 2. 3 Bestimmung des Gesamtgehalts an Triterpenen

Siehe das Verfahren von He Ce et al. [19]. Nehmen Sie 0,4 ml der Probenlösung (wie 1.2.1), dampfen Sie sie in einem Wasserbad zur Trockne ein, fügen Sie dann 0,4 ml 1,5-prozentige Vanillin-Eisessig-Lösung hinzu und 1,6 ml Perchlorsäure, 70-Grad-Wasserbad für 15 min, nach dem Abkühlen 5 ml Ethylacetat zugeben, nach 10-minütigem Stehenlassen die Extinktion messen (A560) und das Ergebnis in Oleanolsäureäquivalent (mg OAE) ausdrücken /g DW).

1. 2. 4 Bestimmung des Gesamtpolysaccharidgehalts

Siehe das Verfahren von Zhang Yadan et al. [20]. Vorbereitung der Probenflüssigkeit: 1,00 g Probe wurde gewogen, entionisiertes Wasser wurde als Extraktionslösungsmittel verwendet, das Verhältnis von Feststoff zu Flüssigkeit war 1:30, extrahiert in 60 Grad, 250 W Ultraschallgerät für 50 min, abgekühlt und dann unter der Bedingung von 4000 U/min extrahiert. 10 min zentrifugieren, Überstand sammeln, das 4-fache Volumen einer 95-prozentigen Ethanollösung zugeben, 12 h bei 4 Grad stehen lassen, dann bei 5000 U/min zentrifugieren, sammeln präzipitieren und mit Aceton, Ether und No waschen Zweimal mit Wasser und Ethanol waschen, eine geeignete Menge entionisiertes Wasser zum Wiederauflösen zugeben, dann eine Deproteinisierungs- (Sevage-Methode) und Depigmentierungsbehandlung (Aktivkohlemethode) durchführen und auf 10 ml verdünnen testen. 1 ml der Probenlösung entnehmen, nacheinander 0,6 ml 6-prozentige Phenollösung und 3 ml konzentrierte H2SO4 zugeben, oszillieren und gut schütteln, 10 min in ein kochendes Wasserbad stellen und nach dem Abkühlen dessen Extinktion messen (E490) , und das Ergebnis wird als Glucoseäquivalent (mg DE / g DW) angegeben.

1.2.5 Bestimmung des Proanthocyanidingehalts

Siehe das Verfahren von Lu Xiao et al. [21]. Vorbereitung der Probenlösung: Wiegen 0,50 g der Probe, fügen Sie 80-prozentiges Ethanol hinzu

Die Lösung wurde als Extraktionslösungsmittel mit einem Fest-Flüssig-Verhältnis von 1:30 verwendet. Es wurde in einem Ultraschallgerät bei 50 Grad und 250 W für 40 min extrahiert. Nach dem Abkühlen wurde 10 min bei 4000 U/min zentrifugiert. Der Überstand wurde gesammelt und das Volumen auf 50 ml eingestellt. ,Ersatzteil.

Nehmen Sie 0,5 ml der Probenlösung, fügen Sie nacheinander 3 ml 4-prozentige Vanillin-Methanol-Lösung und 1,5 ml konzentrierte HCl hinzu und reagieren Sie 15 Minuten lang, messen Sie dann die Extinktion (A500) und die Ergebnisse werden als Proanthocyanidin-Äquivalent (mg PCE/g TG) ausgedrückt.

1. 2. 6 Bestimmung des Gehalts an Echinacosid und Verbascosid

Siehe das Verfahren von Xu Mingjun et al. [22]. Vorbereitung der Probenflüssigkeit: 1,00 g Probe wiegen, 80-prozentige Ethanollösung als Extraktionslösungsmittel verwenden, das Verhältnis von Feststoff zu Flüssigkeit beträgt 1:30, bei 60 Grad, 250 W Ultraschall extrahieren Gerät für 40 min, nach dem Abkühlen bei 4000 r extrahieren. 10 min unter der Bedingung 1/min zentrifugieren, Überstand sammeln, auf 50 ml verdünnen und beiseite stellen. Die Chromatographiesäule war eine Alltima C18-Säule (4,6 mm × 250 mm × 5 μm), die mobile Phase war 0,4 % wässrige Ameisensäure (A)-Acetonitril (B), die Säulentemperatur war 25 Grad und die Flussrate war 1,00 ml/min, das Injektionsvolumen war 10 μl und die Detektionswellenlänge war 330 nm. Die quantitative Analyse wurde durch ein externes Standardverfahren durchgeführt.

1.2.7 Bestimmung der antioxidativen Aktivität in vitro Herstellung der Probenlösung: Wiegen

1. 20 g Proben wurden mit 60-prozentiger Ethanollösung als Extraktionslösungsmittel extrahiert, und das Verhältnis von Feststoff zu Flüssigkeit betrug 1:25. Sie wurden in einem Ultraschallgerät bei 60 Grad und 250 W für 40 min extrahiert. Nach dem Abkühlen wurden sie 15 min bei 4500 U/min zentrifugiert. , sammeln Sie den Überstand; Nehmen Sie mehrere geeignete Mengen des Überstands, verdünnen Sie ihn mit 60-prozentiger Ethanollösung, um die Probenflüssigkeitskonzentration von 1 mg/ml, 3 mg/ml, 5 mg/ml, 10 mg/ml, 20 mg/ml, 30 mg/ml, 40 mg zu erhalten /ml, zu testen.

1) DPPH-Fähigkeit zum Abfangen freier Radikale. Siehe die Methode von Xu Chunping [23]. 1{{10}} μL der Probenlösung entnehmen, 250 μL DPPH-Lösung zugeben, gut mischen, auf die Mikrotiterplatte geben, 25 min bei Raumtemperatur lichtgeschützt aufbewahren, 60-prozentige Ethanollösung verwenden Messen Sie als Blindkontrolle dessen Extinktion (E517) und berechnen Sie den DPPH gemäß der folgenden Formel: Abfangrate freier Radikale. DPPH-Abfangrate für freie Radikale=1-A1-A2A0( ) × 100 Prozent In der Formel: A0 ist die Extinktion einer 60-prozentigen Ethanollösung anstelle der Probenlösung (Blindkontrolle); A1 ist die Extinktion der mit DPPH-Lösung gemischten Probenlösung; A2 ist die Extinktion von absolutem Ethanol anstelle von DPPH-Lösung.

2) ABTS-Fähigkeit zum Abfangen freier Radikale. Siehe das Verfahren von Kong Yuting et al. [24]. Die Mutterlauge von ABTS war eine gemischte Lösung aus Kaliumpersulfat (Endkonzentration: 2,45 mMol/l) und ABTS (Endkonzentration: 7 mMol/l), hergestellt in deionisiertem Wasser, und stand bei 25 Grad für 12 h im Dunkeln. Bevor Sie die ABTS-Mutterlösung verwenden, verdünnen Sie sie mit entionisiertem Wasser, sodass die Extinktion (A734) 0,7{{10}}±0,05 beträgt, was der ABTS-Arbeitslösung entspricht. 10 μL Probelösung (1 ~ 40 mg/mL) entnehmen, auf die Mikrotiterplatte geben, dann 200 μL ABTS-Arbeitslösung zugeben, 30 min bei Raumtemperatur im Dunkeln aufbewahren, als Blindkontrolle 60-prozentige Ethanollösung verwenden , und messen Sie seinen A734 gemäß der folgenden Formel, um die ABTS-Abfangrate für freie Radikale zu berechnen. Abfangrate freier ABTS-Radikale=1-A′1-A′2A0( ) × 100 Prozent wobei: A′1 die Extinktion nach dem Mischen der Probenlösung und der ABTS-Lösung ist; A′2 ist die Extinktion von deionisiertem Wasser anstelle von ABTS-Lösung.

1.3 Datenanalyse

Alle Daten wurden dreimal parallel gemessen, und die Ergebnisse wurden ausgedrückt als (Mittelwert ± Standardabweichung). Origin 2019 wurde für die Hauptkomponentenanalyse und die systematische Clusteranalyse verwendet, und SPSS Statistics 26 wurde für die Varianzanalyse verwendet. P<0. 05 indicated a significant difference.