Angemessenes Trainingsniveau mildert Darmdysbiose und Valeriansäureanstieg, um Neuroplastizität und kognitive Funktion nach einer Operation bei Mäusen zu verbessern Teil 4

Profilierung der Darmmikrobiota

Für die Profilierung der Darmmikrobiota wurde frischer Kot von Mäusen gesammelt. Die Mäuse wurden einzeln in einen autoklaven Käfig gesetzt, um den Kot aufzufangen, und man ließ sie ihren Kot frei entleeren. Der Kot wurde sofort in den sterilen Eppendorf-Röhrchen auf Trockeneis gesammelt und dann bis zur weiteren Verarbeitung bei –80 Grad gelagert. Bakterien-DNA wurde mit einem Power Lyzer Power-Boden-DNA-Isolierungskit gemäß unseren vorherigen Protokollen extrahiert [11].

Neuere Forschungen zeigen, dass das Darmmikrobiom einen sehr wichtigen Einfluss auf unser Gedächtnis hat. Genau genommen können Bakterien in der Darmmikrobiota das Nervensystem des menschlichen Gehirns beeinflussen und dadurch dessen Gedächtnisfunktion verändern. Dies ist ein überraschender Befund, denn er bedeutet, dass wir unser Gedächtnis verbessern können, indem wir unser Darmmikrobiom verändern.

Was können Sie also als jemand, der sein Gedächtnis verbessern möchte, tun, um sein Darmmikrobiom zu verbessern? Die Antwort ist einfach: Konzentrieren Sie sich auf eine ausgewogene Ernährung. Eine ausgewogene Ernährung hilft nicht nur, das Gleichgewicht Ihrer Darmmikrobiota zu regulieren, sondern verbessert auch alle Aspekte der Körperfunktionen.

Zunächst müssen wir uns auf eine abwechslungsreiche, ballaststoffreiche Ernährung konzentrieren. Eine ballaststoffreiche Ernährung kann dazu beitragen, die Vielfalt Ihres Darmmikrobioms zu erhalten, ein Schlüsselfaktor für die Förderung einer guten Gesundheit. Gleichzeitig müssen wir darauf achten, dass wir mit unseren Mahlzeiten ausreichend hochwertige Proteine ​​und gesunde Fette zu uns nehmen. Diese Nährstoffe können die Gedächtnisfunktion und die Nervenleitung fördern.

Darüber hinaus können regelmäßige Bewegung und Stressabbau auch das Gleichgewicht und die Vielfalt im Darmmikrobiom fördern. Ob tiefes Atmen, Meditation oder Yoga – all dies sind wirksame Methoden, um Stress abzubauen. Bewegung kann die Kontraktilität des Darms verbessern, die Darmvitalität erhöhen und die zyklische Entgiftung fördern und so dazu beitragen, das Gleichgewicht und die Vielfalt der Darmmikrobiota zu fördern.

Alles in allem sollten wir uns nicht nur auf unsere Ernährung und körperliche Gesundheit konzentrieren, sondern auch auf unsere Darmmikrobiota. Eine Änderung unserer Essgewohnheiten und die Reduzierung von Stress können das Gleichgewicht und die Vielfalt unserer Darmmikrobiota fördern, was uns dabei helfen kann, das Gedächtnis und die Funktion des Nervensystems zu verbessern. Achten wir also gemeinsam auf unsere Darmgesundheit und verbessern wir unser Gedächtnis und unsere körperliche Fitness!

Es ist ersichtlich, dass wir das Gedächtnis verbessern müssen, und Cistanche deserticola kann das Gedächtnis erheblich verbessern, da Cistanche deserticola ein traditionelles chinesisches Arzneimittel ist, das viele einzigartige Wirkungen hat, darunter die Verbesserung des Gedächtnisses. Die Wirksamkeit von Cistanche deserticola beruht auf den vielen darin enthaltenen Wirkstoffen, darunter Gerbsäure, Polysaccharide, Flavonoidglykoside usw. Diese Inhaltsstoffe können die Gesundheit des Gehirns auf verschiedene Weise fördern.

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Sequenzierungsbibliotheken der hypervariablen V3–V4-Region wurden gemäß den Anweisungen des Illumina MiSeq-Systems erstellt. Kurz gesagt, 12,5 ng DNA wurden als DNA-Matrize für die erste 16 S-rRNA-PCR verwendet. Die verwendeten Primer waren wie folgt: F: 5′-TCGTCGGCAGCGTCAGATGTGTATAAGAGACAGCCTACGGGNGGCWGCAG-3′ und R: 5′-GTCTCGTGGGCTCGGAGATGTGTATAAGAGACAGGACTACHVGGGTATCTAATCC-3′.
Die Amplifikate wurden dann mit AMPure XP-Magnetkügelchen gereinigt und dann mit dem Nextera XTIndex Kit für die Index-PCR verwendet. Das Qubit dsDNA HS-Assay-Kit und das hochempfindliche TapeStation D1000ScreenTape (Agilent, Blacksburg, VA, USA) wurden verwendet, um die Konzentrationen von PCR-Produkten zu messen und die Menge für die Bibliotheksvorbereitung zu normalisieren.

Die Sequenzierung wurde auf einem Illumina MiSeq-Instrument mit dem MiSeq-Reagenzienkit v2 (500 Zyklen) durchgeführt. Die Daten wurden mit der MiSeqReporter-Software Metagenomics Workflow v2.5.1.3 (Illumina, San Diego, CA, USA) analysiert. Die durch Doppelterminalsequenzierung erhaltenen gepaarten Lesevorgänge wurden über die Pandaseq-Software zu einer Sequenz zusammengefügt. Es wurden lange Lesevorgänge mit Regionen mit hoher Variable erhalten.

Die Reads, deren durchschnittlicher Phred-Score im Fenster (5 bp groß, 1 bp Schrittlänge) weniger als 20 betrug, wurden gekürzt. Reads, die mehrdeutiges „N“ enthielten oder eine Länge < 220 bp hatten, wurden verworfen. Nach der Qualitätskontrolle der Originaldaten wurden die Hochwertige Sequenzen ohne Chimären wurden entsprechend der Häufigkeit von groß nach klein geordnet und dann mit 97 % Ähnlichkeit in OperationalTaxonomische Einheiten (OTU) geclustert. Es wurde davon ausgegangen, dass jede OTU eine Art darstellt. Um Abweichungen bei der Analyse zu vermeiden, die durch die unterschiedlichen Größen der Probensequenzierungsdaten verursacht werden, wurde die Anzahl der Lesevorgänge für die OTU entsprechend der minimalen Sequenznummer eingegeben, die mit der OTU übereinstimmte, wenn die Sequenzierungstiefe ausreichend war. Die Alpha-Diversität wurde durch Zufallsnivellierung analysiert.

ARead wurde aus jeder OTU als repräsentative Sequenz extrahiert. Die repräsentative Sequenz wurde mit der Ribosomal-Datenbank-Projektdatenbank verglichen. Für jede OTU wurden Arten klassifiziert und Artenhäufigkeitstabellen für die anschließende Analyse erstellt. Die OTU-Auswahl wurde mit Uclust auf der Softwareplattform QIIME v1.9.1 durchgeführt.

Für die Analyse der Artenvielfalt in einer Stichprobe wurde Alpha-Diversität einschließlich des Chao1-Index und des Güterabdeckungsindex verwendet. Die Beta-Diversitätsanalyse wurde verwendet, um Unterschiede in der Artenvielfalt zwischen Proben zu vergleichen und durch eine Hauptkoordinatenanalyse (PCoA) basierend auf der Bray-Curtis-Distanz zu charakterisieren. Die Unterschiede zwischen den Gruppen wurden durch eine Ähnlichkeitsanalyse (ANOSIM) getestet.

Plasma-SCFA-Profilierung

Die Plasma-SCFA-Konzentrationen wurden mithilfe einer 7890–5977-Gaschromatographie-Massenspektrometrie (GC-MS, Agilent, Blacksburg, VA, USA) quantifiziert. Plasmaproben wurden zu den oben beschriebenen Zeitpunkten von Mäusen entnommen und bei −8{ gelagert. Schnell auf ca. 22 Grad auftauen und dann zur Verarbeitung auf Raumtemperatur auftauen. Kurz gesagt, eine 100-µl-Plasmaprobe wurde mit 900 µl Ethanol (enthaltend 0,5 % HCl, V/V) im Vortex gemischt. Die Ultraschallbehandlung wurde 40 Minuten lang angewendet und dann wurden die Proben 10 Minuten lang bei 14,000 U/min zentrifugiert. Der Überstand der Proben wurde durch GC-MS-Analyse auf einem Agilent 7890–5977 GC-MS mit Elektronenstoßionisation und a gemessen DB-FFAP-Kapillarsäule (30 m × 0,25 mm × 0,25 μm).

Quantifizierung kortikaler Valeriansäure

Die Menge an Valeriansäure in der Großhirnrinde, die 24 Stunden nach der letzten intraperitonealen Injektion von Valeriansäure gewonnen wurde, wurde mit einer Methode bestimmt, die der zuvor beschriebenen ähnelt [51, 52]. Kurz gesagt, 0,1 g Großhirnrinde wurden in 500 µl wässrigem Acetonitril homogenisiert. Der Überstand wurde mit 8 ml Extraktionspuffer (Hexan:Diethylether=1:1) extrahiert und 5 Minuten bei 1800 g zentrifugiert. 7,5 ml Überstand wurden gesammelt, mit 93 µl 20 mMKOH in Methanol gemischt und bei 40 Grad unter Stickstoffgas getrocknet. Der getrocknete Rückstand wurde in 50 µl 2,5 % 18-Crown-6 in Acetonitril rekonstituiert und mit 9-Chlormethylanthracen in Acetonitril unter Zusatz von Tetramethylammoniumhydroxid weiter derivatisiert.

Abschließend wurden 30 µl Derivatisierungslösung auf eine Acclaim C18-Säule (3 µm, 4,6 × 100 mm, Thermo Scientific) geladen und in der Ultimate 3000-Hochleistungsflüssigkeitschromatographie (HPLC, Thermo Scientific), ausgestattet mit einem UV-sichtbaren Detektor, aufgetrennt. Der Peak der derivatisierten Valeriansäure wurde bei einer Wellenlänge von 254 nm nachgewiesen. 2-Ethylbuttersäure (2-EA) wurde als interne Referenzkontrolle hinzugefügt. Die Peakfläche der Valeriansäure wurde als mAU*min gemessen Die Peakfläche jeder Probe wurde mit der von 2-EA in der Probe normalisiert. Die Endergebnisse wurden als Verhältnisse der Valeriansäure-Gruppe zur NS-Gruppe dargestellt.

Entnahme von Hirngewebe

Die Mäuse wurden gewogen und 6 Stunden, 24 Stunden, 48 Stunden, 72 Stunden, 96 Stunden und 7 Tage nach der Operation mit Isofluran betäubt und mit NS 4. Grades zur Gewinnung von Hirngewebe perfundiert. Diese Hippocampi wurden für die ELISA-Analyse oder den RNA-Assay verwendet. Das gesamte Gehirn bei Bregma –3 bis –6 mm wurde für die Immunfluoreszenzfärbung verwendet. Alle Dissektionsverfahren wurden auf Eis durchgeführt.

Vorbereitung der mRNA-Bibliothek und Illumina Hiseq-Sequenzierung

The hippocampi harvested at 24 h after surgery from the control group, surgery group, and Exe+Sur group in the first experiment were placed in liquid nitrogen for 1 h and then stored in a −80 °C freezer quickly for no >1 Woche. RNA-Reinigung, Reverse Transkription, Bibliotheksaufbau und Sequenzierung wurden bei WuXi NextCODE in Shanghai gemäß den Anweisungen des Herstellers (Illumina) durchgeführt.

Die mRNA-fokussierten Sequenzierungsbibliotheken aus Gesamt-RNA wurden mit dem Illumina TruSeq® RNA-Probenvorbereitungskit vorbereitet. PolyA-mRNA wurde mithilfe von Oligo-dT-gebundenen Magnetkügelchen von der Gesamt-RNA gereinigt und dann mit Fragmentierungspuffer fragmentiert. Unter Verwendung dieser kurzen Fragmente als Matrizen wurde die Erststrang-cDNA unter Verwendung von Reverse Transkriptase und Zufallsprimern synthetisiert, gefolgt von der Zweitstrang-cDNA-Synthese. Anschließend wurde die synthetisierte cDNA gemäß dem Bibliothekskonstruktionsprotokoll von Illumina einer Endreparatur, Phosphorylierung und Addition der „A“-Base unterzogen.

Den cDNA-Fragmenten wurden Illumina-Sequenzierungsadapter hinzugefügt. Nach der PCR-Amplifikation zur DNA-Anreicherung wurden die AMPure XPBeads (Beckman) verwendet, um die Zielfragmente von 200–300 bp zu reinigen. Nach dem Aufbau der Bibliothek wurde der Qubit 3.0 Fluorometer dsDNA HS Assay (Thermo Fisher Scientific) verwendet zur Quantifizierung der Konzentrationen der resultierenden Sequenzierungsbibliotheken verwendet, während die Größenverteilung mit dem Agilent BioAnalyzer 2100 (Agilent) analysiert wurde. Die Sequenzierung wurde mit einem Illumina-System gemäß den von Illumina bereitgestellten Protokollen für die 2 × 150-Paired-End-Sequenzierung in WuXi NextCODE in Shanghai, China, durchgeführt.

Hippocampale mRNA-Expression durch quantitative Polymerasekettenreaktion (Q-PCR)

Der Hippocampus wurde 24 Stunden nach der Operation aus der Kontrollgruppe, der Übungsgruppe, der Operationsgruppe, der Exe+Sur-Gruppe, der Trans-Control+Sur-Gruppe, der Trans-Exe+Sur-Gruppe, der Exe+Sur+NS-Gruppe und der Exe+Sur+ entnommen Die Val-Gruppe wurde 1 Stunde lang in flüssigen Stickstoff gegeben und dann nicht länger als 3 Tage in einem Gefrierschrank bei –80 Grad gelagert. RNA-Extraktion, RNA-zu-cDNA-Reverse-Transkription und q-PCR wurden wie zuvor beschrieben durchgeführt (49, 53). Kurz gesagt, RNA wurde mit dem RNeasy Micro-Kit extrahiert. Die Reverse Transkription wurde mit dem 5X All-in-One MasterMix abgeschlossen. Schließlich wurde ein CFX-Connect-Echtzeitsystem (Bio-Rad) zur quantitativen Quantifizierung verwendet. Primer für qPCR waren: C3ar1-F:TGGGCTGGTGCTGTGGGTAG und C3ar1-R: GATGGCGAAGGCGGTTCTCAC. Die relative Genexpression für C3ar1 wurde unter Verwendung des Vergleichsschwellenzyklus ΔΔCt und des Housekeeping-Gens -Actin zur Normalisierung der Genexpression berechnet. Die mRNA-Spiegel für Zielgene werden jeweils als fache Steigerung im Vergleich zur relevanten Gruppe ausgedrückt.

Zytokin- und GDNF-Bestimmung im Hippocampus

IL{{0}}, IL-6, C3 und GDNF im Hippocampus wurden mithilfe von ELISAkits nachgewiesen. Zum Testen von IL-1, IL, -6 und GDNF wurden Gehirngewebe auf Eis im RIPA-Puffer homogenisiert, der 25 mM Tris-HCl mit pH 7,6, 150 mM NaCl, 1 % Natriumdesoxycholat, 0,1 % SDS und ein Proteaseinhibitor-Cocktail mit 10 mg/ml Aprotinin, 5 mg/ml Pepstatin, 5 mg/ml Leupeptin und 1 mM Phenylmethansulfonylfluorid.

Für den C3-Test wurden Gehirngewebe auf Eis im PTR-Puffer (im Kit enthalten) homogenisiert. Der Überstand wurde für den ELISA-Nachweis gesammelt, nachdem das Homogenat 20 Minuten lang bei 4 Grad und 13,{2} g zentrifugiert wurde und die Proteinkonzentration durch den BCA-Proteintest (Bio-Rad, Hemel Hempstead, Herts, UK) bestimmt wurde. IL-1, IL6, C3 und GDNF im Überstand des Gehirns wurden gemäß den Anweisungen des Herstellers für ELISA nachgewiesen, und ihre Menge in jeder Probe im Gehirn wurde durch ihren Gesamtproteingehalt normalisiert und als pg/ausgedrückt. mg Protein.

Western Blot

Western Blot wurde wie zuvor beschrieben durchgeführt (49). Kurz gesagt, die Proteinkonzentrationen von Proben wurden mithilfe des BCA-Proteinassays bestimmt. Zwanzig Mikrogramm jeder Probe wurden einer Westernblot-Analyse unter Verwendung der folgenden primären Antikörper unterzogen: polyklonales Kaninchen-Anti-Postsynaptic-Density-Protein 95 (PSD95) in einer Verdünnung von 1:1000, polyklonales Kaninchen-Anti-Synapsin 1 in einer Verdünnung von 1:1000 und Kaninchen-Anti-- - Tubulinantikörper in einer Verdünnung von 1:1000. Die Bilder wurden mit einem Image Master II-Scanner (GE Healthcare, Milwaukee, WI, USA) gescannt und mit der ImageQuant TL-Software v2003.03 (GE Healthcare) analysiert. Die Bandensignale der interessierten Proteine ​​wurden auf die des entsprechenden Tubulins normalisiert und als Fraktionen der Kontrollprobe aus denselben Gelen ausgedrückt.

Immunfluoreszenzfärbung

Die Immunfluoreszenzmarkierung und Quantifizierung der Färbung wurde wie zuvor beschrieben durchgeführt [6, 54]. Kurz gesagt, das Gehirn wurde 24 Stunden lang in 4 % Paraformaldehyd bei 4 Grad fixiert und dann über Nacht in 30 % Saccharose bei 4 Grad inkubiert, bevor es in einer Verbindung mit optimaler Schnitttemperatur eingefroren wurde. Koronale Schnitte mit einer Dicke von 20- µm wurden nacheinander aus Bregma geschnitten −3 bis −6 mm unter Verwendung eines Kryostats und auf Objektträgern montiert.

Nach dem Waschen in Tris-gepufferter Kochsalzlösung (TBS) wurden die Schnitte 2 Stunden lang bei Raumtemperatur in 10 % Eselserum plus 1 % Rinderserumalbumin (BSA) in TBS mit 0,3 % Triton-X100 blockiert und dann bei Raumtemperatur inkubiert 4 Grad über Nacht mit den folgenden Primärantikörpern: monoklonaler Kaninchen-Anti-C3-Antikörper (1:50), monoklonaler Ziegen-Anti-GFAP-Antikörper (1:200), monoklonaler Ratten-Anti-C3ar-Antikörper (1:50) und monoklonaler Kaninchen-Anti-Iba{{ 21}} Antikörper (1:200).

Die Schnitte wurden in TBS mit 0,1 % Triton-x 100 gespült. Der Esel-Anti-Kaninchen-IgG-Antikörper, konjugiert mit Alexa Fluor 594 (1:200), der Esel-Anti-Ziegen-IgG-Antikörper, konjugiert mit Alexa Fluor 488 (1:200). , Esel-Anti-Ratten-IgG-Antikörper, konjugiert mit AlexaFluor 594 (1:200) oder Esel-Anti-Kaninchen-IgG-Antikörper, konjugiert mit AlexaFluor 647 (1:200), wurden mit den Schnitten 1 Stunde lang bei Raumtemperatur im Dunkeln inkubiert.

Die Schnitte wurden in TBS gewaschen, mit Hoechst 33342 (1:1000) zur Kernfärbung inkubiert, gespült und mit Vectashield-Eindeckmedium (H-1000; Vector Labs, Burlingame, CA) montiert. Bilder der Immunfärbung wurden durch Z-Stack mit einem LSM710-Mikroskopiesystem (ZEISS) aufgenommen, und in allen Experimenten war eine Negativkontrolle ohne Inkubation mit dem Primärantikörper enthalten.

Die Quantifizierung erfolgte wie zuvor beschrieben [6, 54]. Kurz gesagt, wurde die gesamte Region des Gyrus dentatus (DG), die von 2–3 nicht überlappenden Feldern aus jedem der sechs aufeinanderfolgenden Hippocampus-Abschnitte einer Maus bedeckt war, abgebildet. Die Anzahl der Pixel pro Bild mit einer Intensität über einem vorgegebenen Schwellenwert wurde als positiv gefärbter Bereich für einen interessierten Marker betrachtet und mit dem Image-pro plus 6.0 (Media Cybernetics, Inc., Rockville, MD, USA) quantifiziert dargestellt als Prozentsatz der positiven Fläche an der Gesamtfläche. Anschließend wurden sechs Messungen pro Maus gemittelt, um den Grad der positiven Färbung widerzuspiegeln. Alle quantitativen Analysen wurden blind durchgeführt.

BrdU-Verabreichung und Immunfluoreszenzfärbung

Sieben Tage nach der Operation erhielten Mäuse sieben aufeinanderfolgende intraperitoneale Injektionen von 80 mg/kg 5′-Brom-2′-Desoxyuridin (BrdU) einmal täglich mittags, wie zuvor beschrieben [14]. Fünf Tage später wurden die Mäuse getötet, um den Hippocampus zu ernten. Der Hippocampus wurde 24 Stunden lang in 4 % Paraformaldehyd 0,1 M phosphatgepufferter Kochsalzlösung bei 4 Grad fixiert und in Paraffin eingebettet. Fünf Mikrometer dicke koronale Hirnschnitte wurden nacheinander von Bregma –2 bis –4 mm geschnitten. Die Antigengewinnung erfolgte durch 20-minütige Inkubation der Schnitte mit Natriumcitratpuffer, der 1 0 mM Natriumcitrat, 0,05 % Tween 20 (pH 6,0) enthielt, bei 95–100 Grad.

Die DNA-Denaturierung erfolgte durch Inkubation mit 1 N HCl auf Eis für 3 Minuten, 2 N HCl bei Raumtemperatur für 3 Minuten und bei 37 Grad für 6 Minuten. Die Schnitte wurden mit 5 % Eselserum in phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS), die 0,5 % Triton-X 100 enthielt, 2 Stunden lang bei Raumtemperatur blockiert. Die Schnitte wurden dann über Nacht bei 4 Grad mit den folgenden Primärantikörpern inkubiert: monoklonaler Anti-BrdU-Antikörper der Ratte (1:100) und monoklonaler Anti-GFAP-Antikörper der Ziege (1:200). Die Schnitte wurden mit Esel-Anti-Ratten-IgG-Antikörper, konjugiert mit Alexa Fluor 594 (1:200), oder Esel-Anti-Ziegen-IgG-Antikörper, konjugiert mit Alexa Fluor 488 (1:200), 1 Stunde lang bei Raumtemperatur in einem dunklen Raum inkubiert. Nach dem Waschen in PBS wurden die Schnitte mit Hoechst 33342 (1:1000) gegengefärbt, gespült und mit Vectashield-Eindeckmedium (Vector Labs) montiert.

Die Bilder wurden mit einem Fluoreszenzmikroskop mit einer ladungsgekoppelten Kamera (High MagOlympus BX51) und einem konfokalen Mikroskopiesystem LSM710 (ZEISS) aufgenommen. In allen Experimenten war eine Negativkontrolle enthalten, bei der die Inkubation mit dem Primärantikörper weggelassen wurde. Für jedes Mausgehirn wurden sechs aufeinanderfolgende Hippocampusschnitte zur Zellzählung verwendet. Die Anzahl aller Zellen, die positiv auf einen interessierenden Marker oder die Kombination zweier Marker in der subgranulären Zone des DG jedes Abschnitts gefärbt waren, wurde gezählt. Die quantitativen Analysen wurden blind durchgeführt.

Golgi-Fleck

Die Golgi-Färbung wurde mit dem FD Rapid GolgiStainTM Kit durchgeführt. Neunzehn Tage nach der Operation wurden die Gehirne von 6 Mäusen in jeder Gruppe zwei Wochen lang in die Imprägnierungslösung (Lösungen A und B: 1:1) eingetaucht und dann drei Tage lang in Lösung C überführt. Koronale Hirnschnitte mit einer Dicke von 100 μm und etwa –2,7 mm vom Bregma entfernt wurden auf einem Vibratom (Microslicer® 10110, Ted Pella, Inc., Kalifornien, USA) geschnitten.

Wie zuvor beschrieben[55, 56] wurden mehr als 1 0 gut individualisierte Neuronen in der DG-Region des Hippocampus zufällig aus jeder Maus ausgewählt und sequentiell optische Mehrschicht-Scanbilder in einem Intervall von 2,0 μm entlang der z-Achse aufgenommen (3DHISTECH, Pannoramic MIDI, Ungarn) mit 20 × Objektiv. Die mehrschichtigen Scandateien wurden überlagert, um eine übersichtliche Scandatei zu erstellen, die mit Caseviewer (3DHISTECH, Ungarn) auf einem Computer angezeigt werden kann. Die Gesamtzahl der Verzweigungen und die Länge der Dendriten wurden mit der Fiji-Software (Fiji-win64, NIH, USA) gemessen. Die Komplexität der gesamten dendritischen Bäume (Schnittpunkte) wurde mithilfe der Sholl-Analyse geschätzt. Zur Messung der Wirbelsäulendichte wurden von jedem Tier 5 Neuronen ausgewählt.

Aus den Scandateien wurden fünf zufällig ausgewählte mikroskopische Felder an den apikalen oder basalen Dendriten fotografiert. Die Anzahl der Wirbelsäulen in 40-μm-Segmenten wurde von einem Beobachter gezählt, der für die Gruppenzuordnung blind war. Die Ergebnisse wurden als Anzahl der Stacheln/10 μm-Segmente ausgedrückt. Die Daten zur Anzahl, Länge und Kreuzung der dendritischen Zweige sowie zur Wirbelsäulendichte einer Maus wurden gemittelt, um das Niveau der Maus widerzuspiegeln.

statistische Analyse

Eine Berechnung der Probengröße für jedes Experiment wurde nicht durchgeführt. Die Bestimmung der Stichprobengröße basierte größtenteils auf unserer Erfahrung: Für Experimente zum Testen von Lernen und Gedächtnis wurden größere Stichprobengrößen verwendet als für biochemische Studien. Alle erhobenen Daten flossen in die Analysen ein. Zu den fehlenden Daten gehörten die Tiere, die vorgegebene Ausschlusskriterien für das Bewegungstraining erfüllten, und Tiere, die vor dem vorgesehenen Beobachtungszeitraum starben. Die Anzahl der Tiere, die für jede Versuchsbedingung Daten zur Analyse beigesteuert haben, ist in den Legenden angegeben.

Die Ergebnisse werden als Mittelwert ± SD (Normalverteilungsdaten) oder Medianwert ± Interquartilbereich (keine Normalverteilungsdaten) dargestellt, wobei die Daten einzelner Tiere im Balkendiagramm und Mittelwerte ± SD in den Liniendiagrammen dargestellt werden. Die Daten aus den Trainingseinheiten von BarnesMaze wurden mittels einer zweifachen wiederholten Varianzanalyse (ANOVA) und anschließendem Tukey-Test analysiert.

Die Daten zur Darmmikrobiota wurden wie im Abschnitt „Darmmikrobiota-Profilierung“ beschrieben analysiert. Die anderen Daten wurden durch eine einfaktorielle ANOVA gefolgt vom Tukey-Test analysiert, wenn die Daten normalverteilt waren, durch eine einfaktorielle ANOVA nach Rang, gefolgt von der Tukey-Testor-Student-Newman-Keuls-Methode, wenn die Daten nicht normalverteilt waren, durch eine zweifaktorielle ANOVA , durch t-Test oder Rangsummentest. Ein signifikanter Unterschied wurde als P < 0.05 basierend auf zweiseitigen Hypothesentests definiert.

Anpassungen für Mehrfachvergleiche wurden nicht vorgenommen. Alle statistischen Analysen wurden mit SigmaStat (Systat Software, Inc., Point Richmond, CA, USA) durchgeführt.

VERWEISE

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3. Newman MF, Kirchner JL, Phillips-Bute B, Gaver V, Grocott H, Jones RH, et al. Längsschnittbewertung der neurokognitiven Funktion nach Koronararterien-Bypasschirurgie. N. Engl J Med. 2001;344:395–402.

4. Hall M, Schwartzman A, Zhang J, Liu

5. Li Y, Chen D, Wang H, Wang Z, Song F, Li H, et al. Intravenöse versus volatileanästhetische Wirkungen auf die postoperative Wahrnehmung bei älteren Patienten, die sich einer laparoskopischen Bauchoperation unterziehen. Anästhesiologie. 2021;134:381–94.

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