Auf der IPSC-Technologie basierende regenerative Medizin für Nierenerkrankungen

edmund.chen@wecistanche.com

AbstraktMit wenigen Heilbehandlungen fürNierenerkrankungenwird der regenerativen Medizin als neue Therapieoption zunehmend Aufmerksamkeit geschenkt. Jüngste Fortschritte inNiereHervorzuheben ist die Regeneration mit humaninduzierten pluripotenten Stammzellen (hiPSCs). Basierend auf dem Wissen vonNiereEntwicklung, die gerichtete Differenzierung von hiPSCs in zwei embryonaleNiereVorläuferzellen, Nephron-Vorläuferzellen (NPCs) und Harnleiterknospe (UB), wurde etabliert, was die Erzeugung von Nephron- und Sammelrohr-Organoiden ermöglicht. Außerdem menschlichNiereGewebe können aus diesen hiPSC-abgeleiteten Vorläufern erzeugt werden, in denen NPC-abgeleitete Glomeruli undNieren-Tubuli und UB-abgeleitete Sammelkanäle sind miteinander verbunden. Die induzierteNiereGewebe werden weiter vaskularisiert, wenn sie in immundefiziente Mäuse transplantiert werden. In Ergänzung zuNiereRekonstruktion zur Verwendung bei der Transplantation wurde gezeigt, dass eine Zelltherapie unter Verwendung von hiPSC-abgeleiteten NPCs akute Beschwerden verbessertNierenverletzung(AKI) bei Mäusen. Krankheitsmodellierung und Arzneimittelentdeckungsforschung unter Verwendung von krankheitsspezifischen hiPSCs wurden ebenfalls intensiv für hartnäckige durchgeführtNiereStörungen, wie autosomal-dominante polyzystischeNierenerkrankung(ADPKD). In einem Versuch, die damit verbundenen Komplikationen anzugehenNierenerkrankungenwurden hiPSC-abgeleitete Erythropoietin (EPO)-produzierende Zellen erfolgreich generiert, um Medikamente zu entdecken und Zelltherapien zu entwickelnNieren-Anämie. Diese Übersicht fasst den aktuellen Stand und die Zukunftsperspektiven der Entwicklungsbiologie zusammenNiereund auf der iPSC-Technologie basierende regenerative Medizin fürNierenerkrankungen.

Schlüsselwörter:iPSC; Nierenregeneration; Nephron-Vorläuferzelle; Harnleiterknospe; Zelltherapie; Krankheitsmodellierung, Niere, Renal.

Einführung  Nierenerkrankungenverursachen weltweit enorme medizinische Probleme und wirtschaftliche Belastungen, aber es gibt nur wenige heilende Behandlungen außer zNieren-Transplantation, die durch einen schweren Mangel an Spenderorganen behindert wird [1]. Eine Lösung ist die Entwicklung einer Strategie der regenerativen Medizin unter Verwendung humaner pluripotenter Stammzellen (hPSCs), wie z. B. embryonaler Stammzellen (hESCs) und induzierter pluripotenter Stammzellen (hiPSCs) [2]. Aufgrund ihres Potenzials, sich unendlich zu vermehren und sich in jeden Zelltyp im Körper zu differenzieren, einschließlichNieren-Zellen, hPSCs sollen als Zellquelle für die regenerative Medizin dienen, wie zNiereRekonstruktion und Zelltherapie. Darüber hinaus können krankheitsspezifische hPSCs, die die genetische Prädisposition haben, die spezifische Krankheit zu verursachen, verwendet werden, um Modelle für die pathologische Analyse und Arzneimittelforschung zu entwickeln, in denen die von den hPSCs differenzierten verletzten Zelltypen die Krankheitsphänotypen in vitro reproduzieren [2]. In diesem Artikel fasse ich die jüngsten Fortschritte inNiereentwicklungsbiologische Regenerationsforschung und beschreiben Zukunftsperspektiven der Regenerativen Medizin und Krankheitsmodellierung fürNierenerkrankungen.

Nierenentwicklungt  Nierestammt aus einem frühen embryonalen Keimblatt, dem intermediären Mesoderm (IM) [3] (Abb. 1a). Bei Wirbeltieren führt IM nacheinander zu dreiNieren,Vornephros, Mesonephros und Metanephros (Abb. 1b). Mesonephros ist der ErwachseneNierevon Fischen und Amphibien, während Metanephros der Erwachsene istNierevon Reptilien, Vögeln und Säugetieren. Während diese dreiNierenähneln sich darin, dass sie aus Nephronen bestehen, einer funktionellen Einheit derNiere, ihre Anzahl an Nephronen ist unterschiedlich. Erwachsener SäugetierNiereMetanephros

Abb. 1 Gerichtete Differenzierung vonNiereAbstammungszellen. ac Schematische Zeichnungen, die die Mesoderm-Spezifikation (a) zeigen, die Bildung von dreiNieren(b) und Metanephros-Entwicklung (c). IM: intermediäres Mesoderm; MM: metanephrisches Mesenchym; UB: Harnleiterknospe. d Immunfärbung von hiPSC-abgeleiteten Nephron-Vorläuferzellen (NPCs) für OSR1, SIX2 und HOXD11. e Immunfärbung eines Nephron-Organoids, das aus hiPSC-abgeleiteten NPCs nach 10 Tagen Luft-Flüssigkeit-Grenzflächenkultur gebildet wurde. PODXL: Podocalyxin (Podozytenmarker; weiß); LTL: Lotus tetragonolobus Lektin (proximaler Tubulusmarker; rot); CDH1: CADHERIN 1 (distale Tubulusmarkierung; grün). f, g Immunfärbung von anterioren IM-Zellen für OSR1 (grün) und GATA3 (rot; f) und ein Nephrikgang-Zellaggregat für E-CADHERIN (grün), GATA3 (rot) und Zellkerne (blau; g). h Morphologische Veränderung während der Rekonstruktion von sich verzweigenden iUB-Organoiden für 7 Tage. i Immunfärbung eines iUB-Organoids für RET (grün), CK8 (rot) und PAX2 (blau). j Toluidinblau-Färbung eines iUB-Organoids mit röhrenförmigen Lumen. k Hellfeld- (links) und Immunfärbungsbilder (Mitte und rechts) von Sammelrohr-ähnlichen tubulären Strukturen, die von einem iUB-Organoid für FOXA1 (weiß), AQP2 (rot) und GATA3 (grün) stammen. Maßstabsbalken, 100 μm. (d) und (e) sind angepasst von Tsujimoto et al. [12], (f) und (g)–(k) sind adaptiert von Mae et al. [14, 15], wird jeweils durch eine reziproke Interaktion zwischen zwei IM-abgeleiteten embryonalen Geweben, dem metanephrischen Mesenchym (MM) und der Ureterknospe (UB; Abb. 1c), gebildet. MM führt zu den Nephronen und dem Interstitium des ErwachsenenNieren, während UB die unteren Harnwege von den Sammelrohren zu einem Teil der Harnblase ausdifferenziert [3]. Durch die Entwicklung eines neuartigen klonogenen Assays haben wir zum ersten Mal gezeigt, dass MM multipotente Vorläuferzellen enthält, die sich in mehrere epitheliale Zelltypen differenzieren können, die Nephrone bilden, wie z. B. glomeruläre Podozyten undNieren-tubuläre Epithelien [4]. Spätere Linienverfolgungsexperimente zeigten, dass diese Vorläufer durch den Transkriptionsfaktor Six2 markiert sind [5]. Diese Vorläufer werden jetzt als Nephron-Vorläuferzellen (NPCs) bezeichnet. Taguchiet al. zeigten, dass IM in anteriore und posteriore Domänen unterteilt ist, die jeweils zu UB und MM führen [6]. Basierend auf diesen Erkenntnissen vonNiereEntwicklung wurden energische Anstrengungen unternommen, um sich zu regenerierenNiereLinienzellen von hPSCs.

Gezielte Differenzierung von hPSCs in Nierenlinien Als erster Schritt zur direkten Differenzierung von hiPSCs inNiereLinien durch NachahmungNiereEntwicklung konzentrierte sich unsere Gruppe auf die Generierung von IM-Zellen und erzeugte Reporter-hiPSC-Linien für das OSR1-Gen, einen spezifischen Marker für IM [7], durch Gen-Editierung [8]. Unter Verwendung eines quantitativen Bewertungssystems und der Reporter-hiPSC-Linien haben wir ein hocheffizientes Differenzierungsprotokoll entwickelt, das hiPSCs in OSR1--exprimierenden IM-Zellen induziert. Diese induzierten IM-Zellen zeigten das Entwicklungspotential zur weiteren Differenzierung in adulte Nierenzelltypen, wie etwa glomeruläre Podozyten undNieren-Tubuluszellen, in vitro und zur Bildung dreidimensionaler (3D) tubulärer Strukturen durch Cokultivierung mit metanephrischen Mauszellen [8, 9].

Taguchiet al. entwickelte zum ersten Mal selektive Differenzierungsmethoden, um NPCs durch posteriore IM sowohl von Maus-ESCs (mESCs) als auch von hiPSCs zu induzieren, und erzeugte auch Nephron-Organoide, die Glomeruli und enthieltenNieren-Tubuli in vitro aus den induzierten NPCs [6]. Takasatoet al. berichtete die Generation vonNiereOrganoide, die mehrere enthieltenNieren-Zelltypen, wie Glomeruli,Nieren-Tubuli, Sammelrohre, Stromazellen und Gefäßzellen [10]. Durch die Entwicklung eines 2D-Kultursystems konnten Morizane et al. effizient generierte NPCs aus hiPSCs und dann Nephron-Organoide aus den NPCs [11]. Vor kurzem hat unsere Gruppe eine schrittweise Differenzierungsmethode entwickelt, um hiPSCs effizient in NPCs mit dem Differenzierungspotential zur Bildung von Nephron-Organoiden zu induzieren [12] (Abb. 1d, e). Unsere Differenzierungsmethode, die aus 6 Schritten besteht, rekapituliert den natürlichen Entwicklungsprozess von NPCs genauer als die von Takasato et al. und Morizane et al. [10, 11] und generiert NPCs im 2D-Diferenzierungsformat effizienter als die Methode von Taguchi et al. die 3D-Kultur verwendet [6].

In Bezug auf die gerichtete Differenzierung von UB-Linien differenzierten Taguchi und Nishinakamura mESCs und hiPSCs durch anteriores IM und Nephric Ductus (ND) in UB-ähnliche Strukturen [13]. Die Induktionseffizienz von ND-Epithelien war jedoch gering, und die Reinigung der ND-Zellen durch Durchflusszytometrie ist für nachfolgende Analysen erforderlich. Wir haben eine effizientere 2D-Diferenzierungsmethode entwickelt, die ND-Epithelien aus hiPSCs durch anteriore IM erzeugt und nachfolgende Differenzierungsschritte ohne Reinigung beinhaltet [14] (Abb. 1f, g). Die induzierten ND-Zellen bildeten in 3D-Kultur UB-ähnliche Strukturen mit RET(plus)-Spitzen- und CK8(plus)-Stammdomänen. Die von beiden Gruppen erzeugten UB-ähnlichen Strukturen zeigten jedoch ein begrenztes Verzweigungspotential. In jüngerer Zeit haben wir durch Modifikation unserer UB-Differenzierungsmethode erfolgreich induzierte UB (iUB)-Organoide erzeugt, die epitheliale Polarität, röhrenförmige Lumen und wiederholte Verzweigungsmorphogenese besitzen [15] (Abb. 1h – j). Darüber hinaus gelang es uns, diese iUB-Organoide dazu zu bringen, sich in Sammelrohr-Organoide zu differenzieren, die ihren in vivo-Gegenstücken in menschlichen Embryonen der Schwangerschaftswoche 7 entsprechen (Abb. 1k).

Expansion von NierenvorläufernUm eine riesige Menge zu liefernNieren-Zellen für die Grundlagen- und klinische Forschung, In-vitro-Expansionskulturmethoden für embryonaleNiereVorfahren wurden untersucht. Brownet al. und Tanigawaet al. berichteten über die In-vitro-Expansion von NPCs, die aus Mausembryos entfernt wurden [16, 17]. Liet al. erweiterte und bewahrte NPCs, die sowohl von Maus- als auch von menschlichen Embryonen stammten, in vitro für eine lange Zeit unter Verwendung einer 3D-Zellaggregationskultur für 17 bzw. 7 Monate [18]. Die Gruppe erweiterte auch NPCs, die sich von hiPSCs in vitro für 2 Monate unter Verwendung der gleichen Methoden unterschieden. Obwohl alle diese drei Methoden das knochenmorphogenetische Protein (BMP) 7 verwenden, bleibt die Rolle von BMP7 bei der NPC-Expansion unbekannt. Durch Screening chemischer Verbindungen identifizierten wir einen JAK3-Inhibitor, TCS21311, als Ersatz für BMP7 in der von Li et al. entwickelten Expansionskultur. [18] und enthüllte eine neue hemmende Rolle von BMP7 bei der JAK3-STAT3-Signalübertragung für die NPC-Expansion [19]. Darüber hinaus verbesserte die Zugabe von TCS21311 in die Expansionskultur die Proliferationsrate sowohl von Mausembryo- als auch von hiPSC-abgeleiteten NPCs. Vor kurzem haben wir eine Expansionskultur für hiPSC-abgeleitete UB-Zellen entwickelt, in der dissoziierte Einzelzellen von iUB-Organoiden proliferieren, um Kolonien zu bilden, die UB-Tip-Marker exprimieren [15]. Diese Spitzenkolonien können iUB-Organoide mit wiederholtem Verzweigungspotential rekonstituieren, und dieser Rekonstitutionsprozess kann mindestens dreimal wiederholt werden.

Abb. 2 Rekonstruktion vonNiereStrukturen. a Ein Schema, das die Erzeugung von Pronephros-Strukturen aus der Tierkappe von Xenopus-Embryonen zeigt. b–d Vollständige (b) und Schnitt-Doppel-Immunfärbungsbilder (c, d) eines Stadium-42-äquivalenten Xenopus-Explantats (b, c) und einer Stadium-40-Larve (d) unter Verwendung eines pronephrischen Tubulus-spezifischen Antikörpers (3G8, rot) und ein für den Ductus pronephricus spezifischer Antikörper (4A6, blau). e Ein Schema, das die In-vitro-Rekonstruktion von zeigtNiereStrukturen von hiPSCs. f Dreifache Immunfärbung von Tag 20NiereOrganoide für Marker von Podozyten (PODXL), proximalen Tubuli (LTL) und distalen Tubuli und Sammelrohren (CDH1; links) und für PODXL und Marker von distalen Tubuli und Sammelrohren (AVPR2) und nur Sammelrohren (CALB1; rechts) . Beachten Sie, dass schwache CDH1-Signale auch in Teilen des LTL plus der proximalen Tubuli im linken Feld gefunden wurden. g Ein Schema, das die In-vivo-Rekonstruktion von zeigtNiereStrukturen von hiPSCs. h Ein Bild mit geringerer Vergrößerung, das den ganzen Wirt zeigtNiereund hiPSC-abgeleitetNiereTransplantat (grün) nach Verabreichung von Rhodamin B-konjugiertem Dextran durch die Schwanzvene der Wirtsmaus. i Ein intravitales Multiphotonen-Mikroskopbild nach Schwanzveneninjektion von Rhodamin-B-konjugiertem Dextran, das zeigt, wie die Gefäßlumen von Wirtsmäusen in die von hiPSC abgeleitete glomerulusähnliche Struktur eindringen (grün). Maßstabsbalken, 100 μm in (b)–(d) und (f), 500 μm in (h) und 40 μm in (i). (b)–(d) und (e)–(i) sind adaptiert von Osafune et al. [22] und Tsujimoto et al. [12] bzw. [22]

Nierenrekonstruktion Frühere Arbeiten zur RekonstruktionNiereStrukturen verwendeten die mutmaßliche Ektodermregion von befruchteten Amphibieneiern, genannt Tierkappe, die eine multipotente Zellmasse ist (Abb. 2a). Moriya et al. berichteten, dass die kombinatorische Behandlung mit Activin A und Retinsäure (RA) die tierische Kappe dazu veranlasste, sich in pronephrische Tubuli in vitro zu differenzieren [20]. Brennanet al. zeigten, dass pronephrischer Glomus auch in den Explantaten induziert wurde [21]. Wir haben gezeigt, dass die induzierten Explantate Vornierengänge enthielten und dass Vornierengewebe aus multipotenten Amphibienzellen in vitro regeneriert werden kann [22] (Abb. 2b–d). Obwohl das in-vitro-Regenerationssystem für pronephricNierennicht direkt auf die klinische Forschung übertragen werden kann, kann es als einfaches und nützliches System für das Studium dienenNiereEntwicklung.Zusätzlich zur Generierung von Nephron-Organoiden aus mESC- und hPSC-abgeleiteten NPCs und Sammelrohr-Organoiden aus hPSC-abgeleiteten UB-Zellen, wie oben beschrieben, haben Taguchi et al. generierte MausNiereOrganoide durch Kombination von mESC-abgeleiteten NPCs und UBs und interstitiellen Vorläufern, die aus Mausembryos entfernt wurden und Glomeruli enthalten,Nieren-Tubuli und Sammelrohre [13]. Wir haben Menschen erzeugtNiereOrganoide in vitro durch Kokultivierung von NPCs und UB-Zellen, die separat von hiPSCs induziert wurden und in denen NPC-abgeleitete Glomeruli undNieren-Tubuli und UB abgeleitete Sammelkanäle sind miteinander verbunden [12] (Abb. 2e, f). Beim Umpflanzen in dieNieren-subkapsulären Raum von immungeschwächten Mäusen, diese hiPSC-abgeleitetNiereOrganoide, die in die Blutgefäße der Wirtsmäuse integriert sind (Abb. 2g–i).

In Bezug auf die Regeneration vonNiereOrgane, die einen Harntrakt haben, wurden Methoden untersucht, die den Körper von Versuchstieren verwenden, wie z. Gotoet al. injizierten Wildtyp-mESCs in die Blastozysten anephrischer Sall1(–/–)-Ratten und konnten damit erfolgreich Mäuse interspezifisch erzeugenNierenin der Wirtsratte [23]. Fujimotoet al. entwickelten eine Zelltransplantationsmethode, durch die von hiPSC stammende NPCs in die transplantiert wurdenNiereEntwicklungsbereich (dh organogene Nische) von Mausembryos im Uterus, in dem die transplantierten und Wirts-NPCs zusammen zum chimären Kappenmesenchym beitrugen, das mit dem Wirtsmaus-UB verbunden war [24]. Während jedoch von MM abgeleitete Glomeruli undRenal-Tubuli wurden von den injizierten PSCs oder NPCs abgeleitet, die verbleibenden nierenkonstituierenden Zelltypen, wie von UB abgeleitete Sammelrohre und untere Harnwege und vaskuläre Zellen, stammten bei diesen beiden Strategien von den Wirtstieren.

KrankheitsmodellierungDie iPSC-Technologie hat die Erstellung von In-vitro-Krankheitsmodellen ermöglicht, in denen krankheitsspezifische hiPSCs, die aus somatischen Zellen von Patienten stammen, oder durch Bearbeitung der verursachenden Gene in hiPSCs, die von gesunden Spendern stammen, in die verletzten Zelltypen differenziert werden, um die Krankheitsphänotypen nachzuahmen [2 ] (Abb. 3a). Frühere Arbeiten von Freedman et al. erzeugte hiPSCs von Patienten mit autosomal dominanter PolyzystoseNierenerkrankung(ADPKD), das durch Mutationen im PKD1-Gen verursacht wird, und fanden heraus, dass hiPSCs und ihre differenzierten Zellen eine Herunterregulierung von Polycystin 2 zeigten, was einen neuen Mechanismus aufklärt, bei dem Polycystin 1, das vom PKD1-Gen codiert wird, die Expression von Polycystin 2 reguliert [25]. Unsere Gruppe erzeugte hiPSCs von ADPKD-Patienten, einschließlich derjenigen, die mit intrakraniellen Aneurysmen kompliziert waren, und bestätigte, dass die von den hiPSCs unterschiedenen Gefäßzellen einen veränderten Umgang mit intrazellulärem Kalzium und eine Expression von Genen im Zusammenhang mit der extrazellulären Matrix zeigten, was mit den Gefäßzellen von ADPKD-Mausmodellen übereinstimmtNieren-Zystenzellen, die von ADPKD-Patienten erhalten wurden [26].

Jüngste Fortschritte bei der Erzeugung von Nephron-Organoiden aus hiPSCs haben die Modellierung von ermöglichtNiereErkrankungen wie Nephronophthise [27], angeborenes nephrotisches Syndrom [28] und autosomal rezessive polyzystischeNierenerkrankung(ARPKD) [29].NierenZystenmodelle von ADPKD unter Verwendung von Nephron-Organoiden wurden aus geneditierten homozygoten PKD1/2--mutierten hESCs generiert [30]. Diese Modelle rekapitulierten jedoch nicht dieNieren-Zystenphänotypen, die bei ADPKD beobachtet wurden, wenn von ADPKD stammende oder geneditierte heterozygote PKD1--mutierte hiPSCs verwendet wurden. Im Gegensatz dazu haben wir kürzlich Nephron-Organoide sowohl von ADPKD-Patienten als auch von geneditierten heterozygoten und homozygoten Tieren generiert

Abb. 3 Modellierung von ADPKD mit krankheitsspezifischen hiPSCs. a Ein Schema, das die Krankheitsmodellierungsforschung für ADPKD zeigt. Krankheitsspezifische hiPSCs werden durch Reprogrammierung der somatischen Zellen von ADPKD-Patienten oder Gen-Editierung von PKD1/2 in hiPSCs gewonnen, die von gesunden Spendern stammen. Krankheitsmodelle werden durch Differenzieren der ADPKD-spezifischen hiPSCs inNieren-Gewebe für die pathologische Analyse und Arzneimittelentdeckung. b Repräsentative Hellfeldbilder von Wildtyp- und geneditierten PKD1--Mutanten, die von hiPSC stammenNiereOrganoide nach 7 Tagen Forskolin-Behandlung. c Quantifizierung der zystischen Bereiche desNiereOrganoide in (b). Die Daten sind als Mittelwert ± SE aus drei unabhängigen Experimenten mit jeweils vier Wiederholungen dargestellt. **p<0.005 and=""><0.001 by="" one-way="" anova="" and="" bonferroni's=""  method.="" d="" representative="" bright-feld="" images="" of="" normal="" subject-="" and=""  adpkd="" patient-derived="">NiereOrganoide nach 7 Tagen Forskolin-Behandlung. e Repräsentative Hellfeldbilder von PatientenNiereOrganoide nach 7 Tagen Behandlung mit CFTR-Inhibitor 172 (100 μM) oder Everolimus (10 μM) in Gegenwart von Forskolin. Maßstabsbalken, 300 μm in (b), (d, rechts) und (e) und 500 μm in (d, links). Adaptiert von Shimizu et al. [31]

PKD1--mutierte hiPSCs zur ReproduktionNieren-Zystenlegionen durch Skolinbehandlung [31]. Bemerkenswerterweise haben wir das bestätigtNieren-Zysten können aus allen drei hiPSC-Typen gebildet werden (Abb. 3b-d). Diese Nierenzysten reagierten auf einige Medikamente, von denen bekannt ist, dass sie die Zystenbildung bei ADPKD hemmen, wie zNieren-Zystenbildung [31] (Abb. 3e). Wir bauen derzeit chemische Hochdurchsatz-Screening-Systeme auf, indem wir die Zystenmodelle für die therapeutische Wirkstoffforschung für ADPKD modifizieren.

Behandlung der Komplikationen von Nierenerkrankungen  Die wichtigsten Komplikationen im Zusammenhang mit chronischenNierenerkrankung(CKD) umfassenNieren-Anämie, verursacht durch die unzureichende Produktion des hämatopoetischen Hormons Erythropoietin (EPO) durch dieNieren. ObwohlNieren-Anämie erfolgreich durch intermittierende Verabreichung von rekombinanten humanen EPO-Mitteln behandelt wurde, sind weitere physiologische Therapien erforderlich. In Anbetracht der Tatsache, dass EPO auch in embryonalen Stadien oder im Fall einer schweren Anämie sogar bei Erwachsenen von der Leber produziert wird, modifizierten wir ein zuvor beschriebenes hepatisches Differenzierungsprotokoll und es gelang uns, EPO-produzierende Zellen aus hiPSCs (hiPSC-EPO-Zellen) zu generieren [32 ] (Abb. 4a). Diese hiPSC-EPO-Zellen regulieren die EPO-Produktion als Reaktion auf hypoxische Stimuli hoch, was ihre Gegenstücke in vivo nachahmt (Abb. 4b, c). Das im Kulturüberstand enthaltene EPO-Protein zeigte differenzierungsfördernde Wirkungen auf erythroide Abstammungslinien, basierend auf einem Koloniebildungsassay unter Verwendung menschlicher hämatopoetischer Vorläufer (Fig. 4d). Darüber hinaus verbesserten sich diese hiPSC-EPO-ZellenNieren-Anämie für 7 Monate nach Transplantation in Mausmodellen, induziert durch Adeninverabreichung (Fig. 4e). Somit könnten hiPSC-EPO-Zellen verwendet werden, um neue Medikamente zu entdecken und Zelltherapien gegen renale Anämie zu entwickeln [32].

ZelltherapieForschung zur Zelltherapie unter Verwendung von hiPSC-abgeleiteten EmbryonenNiereVorfahren durchgeführt wurde. In einem Versuch, ihr therapeutisches Potenzial gegen zu prüfenNierenerkrankungen, haben wir NPC-artig verpflanztNieren-Vorläufer, die mit unserer Differenzierungsmethode aus hiPSCs in die Subkapsel von Akut generiert wurdenNierenverletzung(AKI)-Mausmodellen, die durch Ischämie/Reperfusionsverletzung induziert wurden, festgestellt, dass die Transplantation das Ine (Cre) in den Wirtsmäusen signifikant unterdrückte [33] (Abb. 5a). Darüber hinaus besserte die Behandlung signifikant histologische Schäden, die durch AKI verursacht wurden, wie z. B. tubuläre Nekrose (Abb. 5b). Bemerkenswerterweise wurde auch die interstitielle Fibrose, die das Fortschreiten zu einer chronischen Erkrankung widerspiegelt, signifikant verhindert. Die transplantierten Vorläufer besserten AKI, ohne in den Wirt integriert zu werdenNiereGewebe, was darauf hinweist, dass parakrine Wirkungen durch renotrophe Faktoren, die von den hiPSC-abgeleiteten sezerniert werdenNieren-Vorläufer sind die Hauptursache für den therapeutischen Nutzen. Die Aufklärung dieser Faktoren würde zur Entwicklung einer Zelltherapie sowie neuartiger Medikamente gegen AKI beitragen [33, 34].

Imbertiet al. berichteten auch über therapeutische Vorteile einer Zelltherapie unter Verwendung von hiPSC-abgeleitetenNieren-Vorläufer gegen Cisplatin-induzierte AKI-Mausmodelle [35]. Sie injizierten hiPSC-abgeleitete NPC-ähnlicheNieren-Vorläufer, die mit ihrem Protokoll in AKI-Mausmodellen durch die Schwanzvene generiert wurden. Diese Transplantationstherapie verbesserte auch signifikant AKI, wie durch verringerte BUN-Spiegel und histologische Befunde belegt wurde. Obwohl die Differenzierungsprotokolle zum Generieren derNieren-Vorläuferzellen und die AKI-Mausmodelle unterschiedlich waren, demonstrierten diese beiden Berichte zum ersten Mal die potenziellen therapeutischen Vorteile der Zelltherapie unter Verwendung von hiPSC-abgeleiteten renalen VorläuferzellenNierenerkrankungen.

Fazit und Zukunftsperspektive Erhebliche Fortschritte bei der Erzeugung embryonalerNiereVorfahren uNiereGewebe von hPSCs wurden hergestellt. Bis zur klinischen Anwendung sind jedoch noch Hürden zu überwinden. Über den Wiederaufbau derNiere, die Generation größerNiereGewebe uNieren-becken- und harnleiterähnliche Strukturen, in denen Sammelkanäle zusammenlaufen, wurden nicht erreicht. Darüber hinaus ist die Integration von hiPSC-derivedNiereStrukturen bis hin zu großen Schiffen erforderlich. Zelltherapie mit hiPSC-abgeleitetNieren-Vorläufer sollten auch mit CKD-Modellen untersucht werden. Schließlich wurden für einige hiPSC-basierte Modelle entwickeltNierenerkrankungeneinschließlich ADPKD, und die Identifizierung von Wirkstoffkandidaten dagegenNierenerkrankungenwird erwartet.

Abb. 4 Differenzierung von EPO-produzierenden Zellen und Zelltherapie dagegenNieren-Anämie. a Immunfärbung von hiPSC-abgeleiteten EPO-produzierenden Zellen (hiPSC-EPO-Zellen) für EPO (grün) und AFP (rot). b Zeitverlaufsanalysen der EPO-mRNA-Expression (links) und der Proteinsekretion (rechts) durch hiPSC-EPO-Zellen, die unter niedrigen (1 Prozent) und normalen Sauerstoffbedingungen (21 Prozent) kultiviert wurden. EPO-mRNA-Expression und Proteinsekretion wurden durch qRT-PCR bzw. ELISA analysiert. c Die Auswirkungen von PHD-Inhibitoren auf die EPO-mRNA-Expression (links) und die Proteinsekretion (rechts) in HepG2-Zellen und hiPSC-EPO-Zellen. d Repräsentative Bilder von burst-forming unit-erythroid (BFU-E), induziert durch rekombinantes humanes EPO (rhEPO; oben) und hiPSC-EPO-Protein (unten) in klonogenen hämatopoetischen Vorläuferassays unter Verwendung von halbfestem Medium auf Methylcellulosebasis. e Hämatokritwerte wurden bis zu 28 Wochen nach der Transplantation von hiPSC-EPO-Zellen in Adenin-induzierten Zellen ausgewertetNieren-Anämie-immundefiziente Mäuse (NOD. CB17-Prkdcscid/J-Mäuse). Der grau schattierte Bereich zeigt die normalen Hämatokritbereiche an. Maßstabsbalken, 40 μm in (a) und 200 μm in (d). Adaptiert von Hitomi et al. [32]

Danksagungen Der Autor möchte allen Mitgliedern des CiRA, der Universität Kyoto danken, insbesondere Dr. Peter Karagiannis für das kritische Lesen und Überarbeiten des Manuskripts und Frau Misaki Ochiuda für das Zeichnen der Illustrationen, und entschuldigt sich bei den Autoren, deren Studien aufgrund von nicht zitiert werden konnten Platzbeschränkungen. Die Forschung des Autors wird unterstützt von der Japan Agency for Medical Research and Development (AMED) durch ihr Forschungsstipendium „Core Center for iPS Cell Research, Technological Development and The Acceleration Program for Intractable Diseases Research using Disease-specifc iPS cells, Research Zentrumsverbund zur Umsetzung Regenerativer Medizin“.

Einhaltung ethischer Standards

InteressenkonfliktKO ist Gründer und unbezahltes Mitglied des wissenschaftlichen Beirats von iPS Portal, Inc., und Gründer und leitender wissenschaftlicher Berater von RegeNephro Co., Ltd.Menschen- und TierrechteAlle Experimente mit iPSCs wurden von den Ethikkommissionen der Institutionen genehmigt und gemäß den Richtlinien der Institutionen und der Deklaration von Helsinki durchgeführt. Alle Tierversuche wurden von den institutionellen Tierversuchskommissionen genehmigt und gemäß den institutionellen Richtlinien durchgeführt.EinverständniserklärungDie Einwilligung nach Aufklärung wurde von allen Personen eingeholt, deren iPSCs in den Studien verwendet wurden.

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