Lipaseproduktion durch Yarrowia lipolytica in der Festkörperfermentation unter Verwendung von Amazonas-Fruchtnebenprodukten und Sojabohnenmehl als Substrat Teil 2

2.5. Hydrolyse von Fischöl

Lipasen wurden bei der Hydrolyse von Fettsäuren verwendet, um mehrfach ungesättigte Fettsäuren (PUFAs) zu konzentrieren [44,45]. Der Hauptvorteil der Anwendung von Lipasen bei der Produktion mehrfach ungesättigter Fettsäuren ist die Spezifität des Enzyms und der Reaktionen, die unter moderaten Temperaturbedingungen ablaufen, was die Aufrechterhaltung der Struktur von PUFAs begünstigt [44]. Der Einsatz von Lipasen wird chemischen Methoden vorgezogen, da sie Glyceride mit geringer Ausbeute und Reinheit liefern [46]. Die Rolle von Lipasen bei der selektiven Hydrolyse von gesättigten Fettsäuren (SFAs) und einfach ungesättigten Fettsäuren (MUFAs) aus Triacylglycerinen (TAGs) besteht darin, Glyceride zu produzieren, die reich an PUFAs sind. Das Prinzip dieser Methode ist die sterische Hinderung, die durch die molekulare Konfiguration der Kohlenstoff-cis-Doppelbindungen in PUFAs verursacht wird, die die Faltung von Fettsäureketten bewirken. Somit haben die enzymatisch aktiven Zentren keinen Zugriff auf die Esterbindungen dieser Fettsäuren mit ihren Glyceringerüsten [47,48]. Mit der Aufnahme von Fettsäuren in die Ernährung sind zahlreiche Vorteile verbunden, wie z. B. die kindliche Entwicklung, die Vorbeugung von Herz-Kreislauf-Erkrankungen, Krebs und verschiedenen psychischen Störungen (Depression, Aufmerksamkeitsdefizitstörung, Hyperaktivität) sowie das entzündungshemmende Potenzial und die Möglichkeit von Bluthochdruck Kontrolle [49].

Glykosid von Cistanche kann auch die SOD-Aktivität im Herz- und Lebergewebe erhöhen und den Gehalt an Lipofuscin und MDA in jedem Gewebe erheblich reduzieren, wodurch verschiedene reaktive Sauerstoffradikale (OH-, H₂O₂ usw.) effektiv abgefangen und vor verursachten DNA-Schäden geschützt werden durch OH-Radikale. Cistanche-Phenylethanoidglykoside haben eine starke Fähigkeit, freie Radikale abzufangen, eine höhere Reduktionsfähigkeit als Vitamin C, verbessern die Aktivität von SOD in der Spermiensuspension, reduzieren den MDA-Gehalt und haben eine gewisse schützende Wirkung auf die Funktion der Spermienmembran. Cistanche-Polysaccharide können die durch D-Galaktose verursachte Aktivität von SOD und GSH-Px in Erythrozyten und Lungengewebe experimentell seneszierender Mäuse steigern, außerdem den Gehalt an MDA und Kollagen in Lunge und Plasma verringern und den Gehalt an Elastin erhöhen eine gute Abfangwirkung auf DPPH, verlängert die Zeit der Hypoxie bei seneszenten Mäusen, verbessert die Aktivität von SOD im Serum und verzögert die physiologische Degeneration der Lunge bei experimentell seneszenten Mäusen. Bei der zellulären morphologischen Degeneration haben Experimente gezeigt, dass Cistanche über eine gute antioxidative Fähigkeit verfügt und hat das Potenzial, ein Medikament zur Vorbeugung und Behandlung von Hautalterungskrankheiten zu sein. Gleichzeitig hat Echinacosid in Cistanche eine erhebliche Fähigkeit, freie DPPH-Radikale abzufangen, reaktive Sauerstoffspezies abzufangen und den durch freie Radikale verursachten Kollagenabbau zu verhindern, und hat auch eine gute Reparaturwirkung auf Schäden durch freie Thymin-Radikalanionen.

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Die Herstellung von Enzymextrakten für den Einsatz in Prozessen wie der Hydrolyse kann eine kostspielige Aufgabe sein. Daher kann die Erforschung von Rohstoffen, die die Produktionskosten senken, eine interessante Alternative darstellen. Die Verwendung eines festen Biokatalysators ist wünschenswert, da dieser feste Biokatalysator in enzymatischen Reaktionen wiederverwendet werden kann und darüber hinaus eine ausgezeichnete Lagerstabilität bei Raumtemperatur, keine Kühlkosten und einen einfachen Transport aufweist [41]. Es liegen keine Berichte über die Verwendung eines festen Biokatalysators aus Yarrowia lipolytica zur Herstellung von PUFAS durch enzymatische Hydrolyse von Fischöl vor. Daher wurde die Anwendung des rohen enzymatischen Extrakts und des festen Biokatalysators, die unter Verwendung von Andiroba-Ölkuchen und Sojabohnenmehl (50:50) hergestellt wurden, untersucht, um die mögliche Anwendung von Enzymen bei der Hydrolyse von Fischöl zur weiteren Herstellung mehrfach ungesättigter Fettsäuren in einem geeigneten Verfahren zu bewerten (Abbildung 6). Mit einem festen Biokatalysator (63, 70,8, 72,5 und 74,7 Prozent) lässt sich ein hoher Hydrolysegrad (DH) in kürzeren Reaktionszeiten beobachten als mit dem Enzymextrakt (47,5, 61,5, 66,5 und 74,8 Prozent) nach 24,5 %. 48, 72 Stunden bzw. 144 Stunden.

Der enzymatische Hydrolyseprozess wird ständig angewendet, um konzentrierte mehrfach ungesättigte Fettsäuren zu erhalten. Gao et al. [50] verwendeten Lipase bei der Hydrolyse von Kabeljauöl und die Gehalte an EPA und DHA wurden um das 3.24-fache bzw. 1.98-fache verbessert. Aarthi et al. [20] verwendeten konzentrierte Lipase (1000 U/ml) bei der Hydrolyse von Fischölen und fanden auch eine Hydrolyserate von über 60 Prozent nach 72 Stunden. In dieser Arbeit wurden bessere Hydrolysegrade mit einem rohen enzymatischen Lipaseextrakt (dh ohne Reinigung) bei Vergleich der gleichen Hydrolysezeit erreicht. Andere Autoren haben die Hydrolyse von Musteleus mustelus-Leberöl und Robbenspecköl untersucht und berichteten von einer Hydrolyse von 75 Prozent bzw. 70 Prozent nach 24 bzw. 9 Stunden Reaktion [25,26].

Martins et al. [51] verwendeten eine kommerzielle Lipase aus Burkholderia cepacia (Amano) zur Hydrolyse von Fischöl und erhielten nach 48-stündiger Reaktion 55,6 Prozent DHA im Vergleich zum maximal berechneten Gehalt. In unserer Arbeit haben wir in einer Vorstudie nach 48-stündiger Reaktion unter Verwendung des festen Biokatalysators eine Hydrolyse von 70,8 Prozent erreicht.

Bisher deuten solche Erkenntnisse darauf hin, dass die Verwendung von Nebenprodukten zur Produktion von Lipase in der Festkörperfermentation als Möglichkeit zur Minderung von Umweltschäden, zur Bewertung von Nebenprodukten und zur Kosteneffizienz sinnvoll ist. Darüber hinaus zeigen die Ergebnisse die mögliche Anwendung des Lipase-Enzyms bei der Hydrolyse von Fischöl, um in einem geeigneten Prozess weiter mehrfach ungesättigte Fettsäuren herzustellen.

Obwohl es reichlich kostengünstige agroindustrielle Nebenprodukte gibt, stellen die Bestimmung und Standardisierung der Zusammensetzung sowie die Kostenschätzung für die Gewinnung des enzymatischen Extrakts und des festen Biokatalysators aus kostengünstigen agroindustriellen Nebenprodukten immer noch eine Herausforderung dar hängt unter anderem stark von der Art des Nebenprodukts, der Saisonalität und der erzeugten Menge sowie dem verwendeten Verfahren und dem geografischen Standort ab. Daher müssen unter anderem Probleme wie die Komplexität der Kette und ihre Logistikkosten, der Einsatz komplexer und kostspieliger Prozesse, ein hoher Energieverbrauch und regulatorische Probleme überwunden werden. In diesem Sinne muss die Verarbeitung von Nebenprodukten mehrere Hindernisse überwinden, bevor sie wirtschaftlich rentabel wird, darunter die Notwendigkeit, große Mengen an Rohstoffen zu verarbeiten, die Fähigkeit zur Verarbeitung heterogener Rohstoffe, eine integrierte Logistik mit verschiedenen Verarbeitungsindustrien und die Möglichkeit der Integration Prozess in der Verarbeitungseinheit, um unter anderem die Erzeugung hochwertiger Inhaltsstoffe zu ermöglichen [52–55].

3. Materialien und Methoden

3.1. Material

Sojabohnenmehl wurde von Caramuru Alimentos (Goiás, Brasilien) gekauft. Der aus der Ölgewinnung hergestellte Andiroba-Ölkuchen wurde von Beraca Ingredientes Naturais (Pará, Brasilien) bereitgestellt. Beide Substrate wurden hinsichtlich der Granulometrie standardisiert (<1.18 mm) and properly stored under refrigeration in polypropylene packages until use. The fish oil was purchased from Mundo dos Óleos, and according to the manufacturer, it is extracted by cold pressing and filtration, obtained from raw material with guaranteed origin. All other chemicals used were of analytical grade and used as received without any further purification, being obtained from Tedia (acetone), Sigma-Aldrich (St. Louis, MO, USA, glucose, azocasein, agar, yeast extract, ethanol, methanol), Vetec (Tween 80), Oxoid (peptone), Isofar (sodium hydroxide, gum Arabic), and Precision Plus Protein Kaleidoscope—Bio-rad (molecular mass markers, kDa).

3.2. Bedingungen für die Kultivierung von Mikroorganismen und Inokulum

Yarrowia lipolytica IMUFRJ50682, isoliert aus einer Flussmündung in der Guanabara-Bucht, Rio de Janeiro, Brasilien [56], wurde bei 28 °C in YPD-Agarmedium (w/v: Hefeextrakt 1 Prozent; Pepton 2 Prozent; Glucose 2 Prozent) kultiviert ; Agar, 3 Prozent ). Die Zellen wurden in einem flüssigen Medium, das 1 Prozent (Gew./Vol.) Hefeextrakt, 2 Prozent (Gew./Vol.) Pepton und 2 Prozent (Gew./Vol.) Glucose enthielt, 72 Stunden lang bei 160 U/min bei 28 °C gezüchtet.

3.3. Charakterisierung agroindustrieller Nebenprodukte

Die physikalisch-chemische Zusammensetzung des Sojabohnenmehls und des Andirobaölkuchens wurde in Bezug auf Feuchtigkeit, Protein, Kohlenhydrate, Asche, Etherextrakt, unlösliche Ballaststoffe und löslichen Ballaststoffgehalt gemäß der von der Association of Official Analytical Chemists (AOAC) angegebenen Methodik bestimmt ) [57]. Da außerdem die Lipaseproduktion von Y. lipolytica durch Belüftung beeinflusst wird [58], wurde die Bettporosität in SSF gemäß Gleichung (1) bewertet, wobei ε die Porosität ist (ausgedrückt in m3 Luft·m−3 Bett); ρdrysolid ist die scheinbare Dichte der trockenen Probe (kg·m−3); und ρwetsolid ist die Dichte der Probe nach Wasserzugabe (kg·m−3) [58].

3.4. Lipaseproduktion durch SSF

Die feste Matrix, die Sojabohnenmehl und Andirobaölkuchen enthielt, wurde vor der Beimpfung im Plattenreaktor mit unterschiedlichen Anteilen des Substrats hergestellt und 2 0 Minuten lang bei 121 °C autoklaviert. Die für die Lipaseproduktion verwendeten festen Prozessparameter waren eine Feuchtigkeit von 55 Prozent und eine Inokulumkonzentration von 0,71 mg trockene Biomasse/g Substrat [24]. Die Reaktoren wurden in einer Kammer mit biochemischem Sauerstoffbedarf (BSB) bei 28 °C inkubiert und während der gesamten Fermentation wurden Opferproben (d. h. ein Plattenreaktor für die Probenahmezeit) zur Analyse entnommen.

SSF wurde unter Verwendung verschiedener Kombinationen von Andirobaölkuchen und Sojabohnenmehl bewertet ({{0}}:1{{10}}0; 25:75; 50:50; 75 :25 und 100:0) zu unterschiedlichen Zeiten (0, 12, 24, 32 und 48 Stunden). Anschließend wurde die Ergänzung der festen Matrix, die Andirobaölkuchen und Sojabohnenmehl (50:50) enthielt, durch Zugabe von 1,5 (Prozent w/v) Sojaöl im Laufe der Zeit (0, 12, 14, 20, 24, 28, 48, und 72 h), um eine Erhöhung der lipolytischen Aktivität zu erzielen. Darüber hinaus wurde das Vorhandensein von Tween 80 (0,001 Prozent w/v) im Fermentationsmedium, das 1,5 % (Prozent w/v) Sojaöl enthielt, getestet. Die Fermentation wurde durch Bestimmung der Lipase- und Proteaseaktivität sowie der Feuchtigkeit und des pH-Werts überwacht (beschrieben im Unterabschnitt „3.6. Analytische Bestimmungen“).

3.5. Enzymextraktion und Herstellung fester Biokatalysatoren

Die Enzymextraktion wurde durch Zugabe von 5 0 ml 50 mM Kaliumphosphatpuffer, pH 7,0, in die Bioreaktoren durchgeführt, gefolgt von einer 20-minütigen Inkubation bei 37 °C und 200 U/min. Anschließend wurde das im Puffer suspendierte fermentierte Material mit einem Stampfer mit Gaze gepresst und 5 Minuten lang bei 3000 U/min zentrifugiert. Der feste Biokatalysator wurde durch 72-stündiges Gefriertrocknen der gesamten am Ende des Fermentationsprozesses erhaltenen Masse gewonnen und 7 Monate lang bei Raumtemperatur gelagert, um die enzymatische Stabilität zu überprüfen.

3.6. Analytische Bestimmungen

3.6.1. Lipase-Aktivität

Die Lipaseaktivität wurde mit der von Freire et al. vorgeschlagenen Methode durchgeführt. [59]. Das Reaktionsmedium wurde in einem Ultra Turrax (IKA)-Homogenisator unter Verwendung von 5 Prozent (Gew./Vol.) Olivenöl und 5 Prozent (Gew./Vol.) Gummiarabikum in 1 00 mM Phosphatpuffer (pH-Wert) emulgiert 7.0). Enzymextrakt (1 ml) oder 0,5 g des festen Biokatalysators wurden zu 19 ml der Reaktionsmischung gegeben und 20 Minuten lang bei 200 U/min bei 37 °C inkubiert. Die Reaktion wurde durch Zugabe von 20 ml Aceton-Ethanol-Lösung unterbrochen und die freien Fettsäuren wurden in einem automatischen Titrator (Metrohm 916 – Ti-Touch) mit 0,04 mol/L NaOH-Lösung titriert. Eine Einheit Lipaseaktivität (U) wurde als die Enzymmenge definiert, die unter den Testbedingungen 1 µmol Fettsäure pro Minute produziert.

3.6.2. Proteaseaktivität

Die Proteaseaktivität wurde gemäß der Methodik von Charney und Tomarelli [60] quantifiziert. Enzymextrakt (0,5 ml) wurde in 0,5 ml einer 0,5-prozentigen (Gew./Vol.) Azocaseinlösung, hergestellt mit 50 mM Acetatpuffer (pH), gegeben und inkubiert bei 32 ◦C für 40 Min. Die Reaktion wurde durch die Zugabe von 0,5 ml einer 15-prozentigen Trichloressigsäurelösung (Gew./Vol.) gestoppt und die Proben wurden 15 Minuten lang bei 3000 U/min zentrifugiert. Der Überstand (100 µL) wurde in eine 96--Mikrotiterplatte gegeben, die 100 µL 5 M Kaliumhydroxid enthielt, und die Absorption bei 428 nm wurde in einem Mikrotiterplatten-Lesegerät (SpectraMax, Molecular Devices) gemessen. Eine Aktivitätseinheit wurde als die Enzymmenge definiert, die in der Lage ist, einen einheitlichen Anstieg der Absorption pro Minute zu fördern.

3.6.3. Feuchtigkeitsgehalt und pH-Wert

Der Feuchtigkeitsgehalt wurde mithilfe einer Feuchtigkeitsanalysatorwaage (AND MX-50) überwacht. Der pH-Wert wurde mit einem pH-Meter (TECNAL, Modell TR-107 PT100, Brasilien) gemessen.

3.7. SDS-SEITE

Die Elektrophorese wurde nach der von Laemmli [61] beschriebenen Methode in einem Polyacrylamidgel (5 Prozent Stapelung, 15 Prozent Trennung, 0,75 mm Dicke) durchgeführt. Die Proben wurden im Verhältnis (1:4) aus einer Kombination aus Andirobaölkuchen und Sojabohnen (50:50) mit Probenpuffer, der -Mercaptoethanol enthielt, gemischt, 5 Minuten lang auf 95 °C erhitzt und auf das Gel aufgetragen. Die Elektrophorese wurde 30 Minuten lang bei 150 V durchgeführt (Bio-Rad, Hercules, CA, USA) und das Gel wurde mit Coomassie Blue R-250 sichtbar gemacht. Es wurde ein Standardproteinmarker (Bio-rad, Hercules, CA, USA) mit einem Molekulargewicht im Bereich von 10 bis 250 kDa verwendet.

3.8. Fischölhydrolyse: Eine mögliche Anwendung

Der Hydrolysegrad (DH) von Fischöl wurde gemessen, indem 1 g Fischöl abgewogen und 25 ml Phosphatpuffer pH 7 zugegeben wurden.0, um die mögliche Anwendung des Enzyms bei der Hydrolyse von Fischöl zu überprüfen. Dann wurden 5 ml des Enzymextrakts (37 U) in bernsteinfarbenen Kolben 168 Stunden lang gerührt. Die Reaktion wurde mit 20 ml Aceton gestoppt und die freien Fettsäuren wurden in einem automatischen Titrator mit 0,1 M methanolischem KOH titriert. Der Reaktionsblindwert wurde durch die Zugabe des Enzyms erst am Ende der Reaktion erhalten.

Der Hydrolysegrad (DH) wurde nach Gleichung (2) berechnet:

wobei As der Säuregehalt der Probe ist; Aa ist der Säuregehalt aus der Autohydrolyse; Si ist der Verseifungsindex.

3.9. Statistische Analyse

Alle Experimente wurden dreimal wiederholt. Bei jeder Wiederholung wurden die Analysen dreifach durchgeführt. Die Ergebnisse entsprachen dem Mittelwert ± Standardabweichung. Die Daten wurden mit der einfaktoriellen Varianzanalyse (ANOVA) analysiert, während der Tukey-Test (p < 0.05) verwendet wurde, um Unterschiede zwischen Mittelwerten unter Verwendung des Sisvar 5.6 zu testen.

4. Schlussfolgerung

Das nach dem Mischen von Andirobaölkuchen und Sojabohnenmehl erhaltene Fermentationsmedium war bei der Lipaseproduktion sehr wirksam. Die gewählte Fermentationsmatrix war eine Mischung aus Andirobaölkuchen und Sojabohnenmehl im Verhältnis 50:50, die 63,70 U·g −1 lipolytische Aktivität erzeugte. Die maximale lipolytische Aktivität (82,52 U·g −1 ) wurde nach Verwendung des Andirobaölkuchen- und Sojabohnenmehlverhältnisses von 50:50 nach Ergänzung mit Tween 80 (0,001 Prozent) und Sojaöl (1,5 Prozent) erreicht. In der elektrophoretischen Analyse wurden Banden von Proteinen nachgewiesen, die in der Literatur bereits als YL Lip2 (37 und 40 kDa) beschrieben wurden. Die vorherige Anwendung von Lipase bei der Ölhydrolyse lieferte nach 24 Stunden eine Hydrolyse von bis zu 63 Prozent. Diese Studie zeigte, dass es möglich ist, Lipase aus Nebenprodukten aus der Amazonasregion in Kombination mit Sojamehl herzustellen und diese auf die Hydrolyse von Fischöl anzuwenden, um in einem geeigneten Verfahren weiter mehrfach ungesättigte Fettsäuren herzustellen.

Autorenbeiträge:Konzeptualisierung, BDR, ACL und MAZC; Methodik, ASSC, JCSS, FVdN, CECdS, BDR, ACL und MAZC; Formale Analyse, ASSC, JCSS und FVdN; Untersuchung, ASSC, JCSS und FVdN; Ressourcen, ASSC, JCSS und FVdN; Datenkuration, ASSC, JCSS und FVdN; Schreiben – Originalentwurfsvorbereitung, ASSC, JCSS, FVdN und CECdS; Schreiben – Überprüfung und Bearbeitung, BDR, CECdS, ACL und MAZC; Aufsicht, BDR, CECdSACL und MAZC; Projektverwaltung, BDR, ACL und MAZC; Finanzierungseinwerbung, BDR, ACL und MAZC Alle Autoren haben die veröffentlichte Version des Manuskripts gelesen und ihr zugestimmt.

Danksagungen: Die Autoren erkennen die Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior – Brasilien (CAPES – Finanzcode 001) an; der Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico (CNPq); und die Fundação Carlos Chagas Filho de Amparo à Pesquisa do Estado do Rio de Janeiro (FAPERJ).

Verweise

1. Serra, JL; Rodrigues, AMdC; Freitas, RA; Meirelles, AJdA; Darnet, SH; Silva, LHMd Alternative Quellen für Öle und Fette aus Amazonaspflanzen: Fettsäuren, Methylwerkzeuge, Gesamtcarotinoide und chemische Zusammensetzung. Lebensmittelres. Int. 2019, 116, 12–19. [CrossRef] [PubMed]

2. Penido, C.; Conte, FP; Chagas, MS; Rodrigues, Kalifornien; Pereira, JF; Henriques, MG Entzündungshemmende Wirkung natürlicher Tetranortriterpenoide, isoliert aus Carapa guianensis Aublet, auf Zymosan-induzierte Arthritis bei Mäusen. Entzündung. Res. 2006, 55, 457–464. [CrossRef] [PubMed]

3. Penido, C.; Costa, KA; Pennaforte, RJ; Costa, MF; Pereira, JF; Siani, AC; Henriques, MG Antiallergische Wirkung natürlicher Tetranortriterpenoide, isoliert aus Carapa guianensis Aublet, auf allergeninduzierte Gefäßpermeabilität und Hyperalgesie. Entzündung. Res. 2005, 54, 295–303. [CrossRef]

4. Santos, KIP; Benjamin, JKF; Costa, KAD; Reis, AS; Souza Pinheiro, WB; Santos, AS Metabolomics-Techniken, die bei der Untersuchung von Phenolsäuren aus dem agroindustriellen Nebenprodukt von Carapa guianensis Aubl angewendet werden. Araber. J. Chem. 2021, 14, 103421. [CrossRef]

5. Lourenço, JNP; Ferreira, LMM; Martins, GC; Nascimento, DG Produção, Biometria de Frutos e Sementes e Extração do Óleo de Andiroba (Carapa Guianensis Aublet; Sob Manejo Comunitário em Parintins, AM: Brasília, Brasilien, 2017; S. 36.

6. Bio, S. Óleo de Andiroba.

7. Conab. Boletim da Sociobiodiversidade; Conab: Brasília, Brasilien, 2017; Band 1, S. 67.

8. Souza, CR; Lima, RMB; Azevedo, CP; Rossi, LMB Andiroba (Carapa guianensis Aubl.); Embrapa Amazônia Ocidental: Brasilia, Brasilien, 2006; 21 Uhr.

9. Oliveira, F.; Souza, CE; Peclat, VROL; Salgado, JM; Ribeiro, BD; Coelho, MAZ; Venâncio, A.; Belo, I. Optimierung der Lipaseproduktion von Aspergillus ibericus aus Ölkuchen und ihre Anwendung in Veresterungsreaktionen. Lebensmittel-Bioprod. Verfahren. 2017, 102, 268–277. [CrossRef]

10. Pandey, A. Festkörperfermentation. Biochem. Ing. J. 2003, 13, 81–84. [CrossRef]

11. Martínez, O.; Sánchez, A.; Schriftart, X.; Barrena, R. Verbesserung der Bioproduktion von Aromastoffen mit Mehrwert durch Festkörperfermentation von Zuckerrohrbagasse und Zuckerrübenmelasse: Betriebsstrategien und Skalierung des Prozesses. Bioresour. Technol. 2018, 263, 136–144. [CrossRef] [PubMed]

12. Ano, T.; Jin, GY; Mizumoto, S.; Rahman, MS; Okuno, K.; Shoda, M. Festkörperfermentation des Lipopeptid-Antibiotikums Iturin A unter Verwendung eines neuartigen Festkörperfermentationsreaktorsystems. J. Umgebung. Wissenschaft. 2009, 21 (Suppl. S1), S162–S165. [CrossRef]

13. Vandenberghe, LPS; Karp, SG; Oliveira, PZ; Carvalho, JC; Rodrigues, C.; Soccol, CR Kapitel 18 – Festkörperfermentation zur Herstellung organischer Säuren. In aktuellen Entwicklungen in der Biotechnologie und im Bioingenieurwesen; Pandey, A., Larroche, C., Soccol, CR, Hrsg.; Elsevier: Amsterdam, Niederlande, 2018; S. 415–434.

14. Sala, A.; Vittone, S.; Barrena, R.; Sánchez, A.; Artola, A. Untersuchung agroindustrieller Abfälle als Substrate für die Produktion von Pilzbiopestiziden: Verwendung von Beauveria bassiana und Trichoderma harzianum in der Feststofffermentation. J. Umgebung. Geschäftsführer 2021, 295, 113113. [CrossRef] [PubMed]

15. Banat, IM; Carboué, Q.; Saucedo-Castañeda, G.; de Jesús Cázares-Marinero, J. Biosurfactants: Die grüne Generation von Spezialchemikalien und mögliche Produktion mithilfe der Solid-State-Fermentation (SSF)-Technologie. Bioresour. Technol. 2021, 320, 124222. [CrossRef] [PubMed]

16. Pereira, AS; Sant'Ana, GCF; Amaral, PFF Mango-Agrarindustrieabfälle für die Lipaseproduktion aus Yarrowia lipolytica und das Potenzial des fermentierten Feststoffs als Biokatalysator. Lebensmittel-Bioprod. Verfahren. 2019, 115, 68–77. [CrossRef]

17. Brígida, AIS; Amaral, PFF; Coelho, MAZ; Gonçalves, LRB-Lipase aus Yarrowia lipolytica: Herstellung, Charakterisierung und Anwendung als industrieller Biokatalysator. J. Mol. Katal. B-Enzym. 2014, 101, 148–158. [CrossRef]

18. Treichel, H.; Oliveira, D.; Mazutti, MA; Di Luccio, M.; Oliveira, JV Ein Überblick über die Produktion mikrobieller Lipasen. Lebensmittelbioprozesstechnik. 2010, 3, 182–196. [CrossRef]

19. Mehta, A.; Guleria, S.; Sharma, R.; Gupta, R. 6 – Die Lipasen und ihre Anwendungen mit Schwerpunkt auf der Lebensmittelindustrie. In mikrobieller Biotechnologie in Lebensmitteln und Gesundheit; Ray, RC, Hrsg.; Academic Press: Cambridge, MA, USA, 2021; S. 143–164.

20. Aarthy, M.; Saravanan, P.; Ayyadurai, N.; Gowthaman, MK; Kamini, NR Ein zweistufiges Verfahren zur Herstellung von mehrfach ungesättigten Omega-3--Fettsäurekonzentraten aus Sardinenöl unter Verwendung von Cryptococcus sp. MTCC 5455 Lipase. J. Mol. Katal. B-Enzym. 2016, 125, 25–33. [CrossRef]

21. Nascimento, FV; Castro, AM; Secchi, AR; Coelho, MAZ Einblicke in die Medienergänzung bei der Festkörperfermentation von Sojabohnenschalen durch Yarrowia lipolytica: Auswirkungen auf die Lipaseproduktion in der Schale und in isolierten Festbett-Bioreaktoren. Biochem. Ing. J. 2021, 166, 107866. [CrossRef]

22. Vertrieb, JCS; Castro, AM; Ribeiro, BD; Coelho, MAZ Ergänzung von Wassermelonenschalen als Verstärker der Lipase- und Esteraseproduktion durch Yarrowia lipolytica in der Festkörperfermentation und ihre potenzielle Verwendung als Biokatalysatoren bei Depolymerisationsreaktionen von Polyethylenterephthalat (PET). Biokatalysator. Biotransformation. 2020, 38, 457–468. [CrossRef]

23. Aguieiras, ECG; de Barros, DSN; Fernandez-Lafuente, R.; Freire, DMG Herstellung von Lipasen in Baumwollsamenmehl und Anwendung des fermentierten Feststoffs als Biokatalysator in Veresterungs- und Umesterungsreaktionen. Erneuern. Energie 2019, 130, 574–581. [CrossRef]

24. Souza, CEC; Farias, MA; Ribeiro, BD; Coelho, MAZ Mehrwert für agroindustrielle Nebenprodukte aus der Raps- und Sojaölextraktion durch Lipaseproduktion unter Verwendung von Yarrowia lipolytica in der Festkörperfermentation. Waste Biomass Valorization 2017, 8, 1163–1176. [CrossRef]

25. Er, H.; Li, Y.; Zhang, L.; Ding, Z.; Shi, G. Verständnis und Anwendung der Stickstoffregulation von Bacillus: Eine synthetische Biologie-Perspektive. J. Adv. Res. 2022; im Druck. [CrossRef]

26. Almeida, AF; Taulk-Tornisielo, SM; Carmona, EC Einfluss von Kohlenstoff- und Stickstoffquellen auf die Lipaseproduktion durch einen neu isolierten Candida-Viswanathan-Stamm. Ann. Mikrobiol. 2013, 63, 1225–1234. [CrossRef]

27. Salihu, A.; Alam, MZ; AbdulKarim, MI; Salleh, HM Lipaseproduktion: Ein Einblick in die Nutzung erneuerbarer landwirtschaftlicher Reststoffe. Ressource. Konserv. Recyceln. 2012, 58, 36–44. [CrossRef]

28. Liu, X.; Yu, X.; Er, A.; Xia, J.; Er, J.; Deng, Y.; Xu, N.; Qiu, Z.; Wang, X.; Zhao, P. Eintopffermentation zur Erythritproduktion aus Destilliergetreide durch Co-Kultivierung von Yarrowia lipolytica und Trichoderma reesei. Bioresour. Technol. 2022, 351, 127053. [CrossRef] [PubMed]

29. Wang, W.; Wei, H.; Alahuhta, M.; Chen, X.; Hyman, D.; Johnson, DK; Zhang, M.; Himmel, ME Heterologe Expression von Xylanase-Enzymen in lipogener Hefe Yarrowia lipolytica. PLoS ONE 2014, 9, e111443. [CrossRef] [PubMed]

30. Nascimento, FVd; Lemes, AC; Castro, AMd; Secchi, AR; Zarur Coelho, MA Eine zeitliche Entwicklungsperspektive der Lipaseproduktion durch Yarrowia lipolytica in der Festkörperfermentation. Prozesse 2022, 10, 381. [CrossRef]

31. Mandari, V.; Nema, A.; Devarai, SK Sequenzielle Optimierung und Produktion von Lipase im großen Maßstab unter Verwendung einer Trisubstratmischung aus Aspergillus niger MTCC 872 durch Festkörperfermentation. Prozessbiochem. 2020, 89, 46–54. [CrossRef]

32. Mala, JG; Edwinoliver, NG; Kamini, NR; Puvanakrishnan, R. Festkörperfermentation mit gemischten Substraten zur Herstellung und Extraktion von Lipase aus Aspergillus niger MTCC 2594. J. Gen. Appl. Mikrobiol. 2007, 53, 247–253. [CrossRef]

33. Barth, G.; Gaillardin, C. Yarrowia lipolytica. In unkonventionellen Hefen in der Biotechnologie; Wolf, K., Hrsg.; Springer: New York, NY, USA, 1996; S. 313–388.

34. Moftah, OA; Grbavˇci´c, S.; Zuža, M.; Lukovic, N.; Bezbradica, D.; Kneževi´c-Jugovi´c, Z. Wertsteigerung des Ölkuchens als Abfall aus der ölverarbeitenden Industrie: Produktion von Lipase und Protease durch Candida-Nutzung in der Festkörperfermentation. Appl. Biochem. Biotechnologie. 2012, 166, 348–364. [CrossRef]

35. Contesini, FJ; da Silva, VC; Maciel, RF; de Lima, RJ; Barros, FF; de Oliveira Carvalho, P. Reaktionsoberflächenanalyse zur Herstellung einer enantioselektiven Lipase aus Aspergillus niger durch Festkörperfermentation. J. Mikrobiol. 2009, 47, 563–571. [CrossRef]

36. Rigo, E.; Ninow, JL; Di Luccio, M.; Oliveira, JV; Polloni, AE; Remonatto, D.; Arbter, F.; Vardanega, R.; Oliveira, D.; Treichel, H. Lipaseproduktion durch feste Fermentation von Sojaschrot mit verschiedenen Zusätzen. LWT Lebensmittelwissenschaft. Technol. 2010, 43, 1132–1137. [CrossRef]

37. Sonne, SY; Xu, Y. Festkörperfermentation für die Produktion „ganzzelliger synthetischer Lipase“ aus Rhizopus chinensis und Identifizierung des funktionellen Enzyms. Prozessbiochem. 2008, 43, 219–224. [CrossRef]

38. Farias, MA; Valoni, EA; Castro, AM; Coelho, MAZ-Lipaseproduktion durch Yarrowia lipolytica in der Festkörperfermentation unter Verwendung verschiedener agroindustrieller Rückstände. Chem. Ing. Trans. 2014, 38, 301–306.

39. Sidhu, P.; Sharma, R.; Soni, SK; Gupta, JK Produktion extrazellulärer alkalischer Lipase durch einen neuen thermophilen Bacillus sp. Folia Microbiol. 1998, 43, 51–54. [CrossRef]

40. Corzo, G.; Revah, S. Produktion und Eigenschaften der Lipase aus Yarrowia lipolytica 681. Bioresour. Technol. 1999, 70, 173–180. [CrossRef]

41. Souza, CEC; Ribeiro, BD; Coelho, MAZ Charakterisierung und Anwendung der durch SolidState-Fermentation gewonnenen Yarrowia lipolytica-Lipase bei der Synthese verschiedener in der Lebensmittelindustrie verwendeter Ester. Appl. Biochem. Biotechnologie. 2019, 189, 933–959. [CrossRef]

42. Fickers, P.; Fudalej, F.; Dall, MTL; Casaregola, S.; Gaillardin, C.; Thonart, P.; Nicaud, JM Identifizierung und Charakterisierung von LIP7- und LIP8-Genen, die zwei extrazelluläre Triacylglycerol-Lipasen in der Hefe Yarrowia lipolytica kodieren. Pilzgenet. Biol. 2005, 42, 264–274. [CrossRef]

43. Cheng, Y.-H.; Hsiao, FS-H.; Wen, C.-M.; Wu, C.-Y.; Dybus, A.; Yu, Y.-H. Mischfermentation von Sojaschrot durch Protease und Probiotika und ihre Auswirkungen auf die Wachstumsleistung und Immunantwort bei Broilern. J. Appl. Anim. Res. 2019, 47, 339–348. [CrossRef]

44. Chakraborty, K.; Paul Raj, R. Selektive Anreicherung von n−3 mehrfach ungesättigten Fettsäuren mit C18–C20-Acylkettenlänge aus Sardinenöl unter Verwendung der Pseudomonas fluorescens MTCC 2421-Lipase. Lebensmittelchem. 2009, 114, 142–150. [CrossRef]

45. Zarai, Z.; Eddehech, A.; Rigano, F.; Oteri, M.; Micalizzi, G.; Dugo, P.; Mondello, L.; Cacciola, F. Charakterisierung von Monoacylglycerinen und Diacylglycerinen, die reich an mehrfach ungesättigten Fettsäuren sind und durch Hydrolyse von Musteleus mustelus-Leberöl, katalysiert durch immobilisierte bakterielle Lipase, hergestellt werden. J. Chromatogr. 2020, 1613, 460692. [CrossRef]

46. ​​Yang, J.; Lied, X.; Wang, L.; Cui, Q. Umfassende Analyse metabolischer Veränderungen in Schizochytrium sp. Stämme mit unterschiedlichem DHA-Gehalt. J. Chromatogr. B 2020, 1160, 122193. [CrossRef]

47. Yang, Z.; Jin, W.; Cheng, X.; Dong, Z.; Chang, M.; Wang, X. Enzymatische Anreicherung von n-3 mehrfach ungesättigten Fettsäureglyceriden durch selektive Hydrolyse. Lebensmittelchem. 2021, 346, 128743. [CrossRef]

48. Okada, T.; Morrissey, MT Produktion von n-3 mehrfach ungesättigtem Fettsäurekonzentrat aus Sardinenöl durch immobilisierte Candida rugosa Lipase. J. Lebensmittelwissenschaft. 2008, 73, C146–C150. [CrossRef]

49. Riediger, ND; Othman, RA; Suh, M.; Moghadasian, MH Eine systemische Überprüfung der Rolle von n-3-Fettsäuren für Gesundheit und Krankheit. Marmelade. Diät. Assoc. 2009, 109, 668–679. [CrossRef] [PubMed]

50. Gao, K.; Chu, W.; Sun, J.; Mao, X. Identifizierung einer alkalischen Lipase, die aufgrund der Fettsäureselektivität und Regioselektivität eine bessere Anreicherung von EPA als DHA bewirken kann. Lebensmittelchem. 2020, 330, 127225. [CrossRef]

51. Martins, PA; Trobo-Maseda, L.; Lima, FA; de Morais Júnior, WG; De Marco, JL; Salum, TFC; Guisán, JM Omega-3-Produktion durch Fischölhydrolyse unter Verwendung von Lipase aus Burkholderiagladioli BRM58833, immobilisiert und stabilisiert durch Nachimmobilisierungstechniken. Biochem. Biophys. Rep. 2022, 29, 101193. [CrossRef] [PubMed]

52. Lemes, AC; Egea, MB; Oliveira Filho, JGd; Gautério, GV; Ribeiro, BD; Coelho, MAZ Biologische Ansätze zur Extraktion bioaktiver Verbindungen aus agroindustriellen Nebenprodukten: Ein Überblick. Vorderseite. Bioeng. Biotechnologie. 2022, 9, 1–18. [CrossRef] [PubMed]

53. Lemes, AC; Sala, L.; Erze, JDC; Braga, ARC; Egea, MB; Fernandes, KF Ein Überblick über die neuesten Fortschritte bei verschlüsselten bioaktiven Peptiden aus proteinreichen Abfällen. Int. J. Mol. Wissenschaft. 2016, 17, 950. [CrossRef]

54. Lemes, AC; Coelho, MAZ; Gautério, GV; Paula, LC; Filho, JGdO; Egea, MB Kapitel 11 – Industrieabfälle und Nebenprodukte: Eine Quelle für funktionelle Lebensmittel, Nutrazeutika und Biopolymere. In Biopolymeren in Nutrazeutika und funktionellen Lebensmitteln; The Royal Society of Chemistry: London, Großbritannien, 2023; S. 329–360.

55. Pintado, ME; Teixeira, JA Bewertung von Nahrungsmitteln aus der Industrie: Gewinnung von Zutaten mit steigendem Wert. Bol. Biotechnologie. 2015, 1, 10–12.

56. Hagler, AN; Mendonça-Hagler, LC Hefen aus Meeres- und Flussmündungsgewässern mit unterschiedlichem Verschmutzungsgrad im Bundesstaat Rio de Janeiro, Brasilien. Appl. Umgebung. Mikrobiol. 1981, 41, 173–178. [CrossRef]

57. AOAC. Offizielle Analysemethoden von AOAC International; Association of Official Analytical Chemists: Washington, DC, USA, 1995.

58. Castro, AMd; Castilho, LdR; Freire, DMG Charakterisierung von Babassu-, Raps-, Rizinus- und Sonnenblumenrückstandskuchen zur Verwendung als Rohstoffe für Fermentationsprozesse. Ind. Nutzpflanzen Prod. 2016, 83, 140–148. [CrossRef]

59. Freire, DM; Teles, EM; Bon, EP; Sant' Anna, GL, Jr. Lipaseproduktion durch Penicillium eingeschränkt in einem Fermenter im Labormaßstab: Wirkung von Kohlenstoff- und Stickstoffernährung, Rühren und Belüftung. Appl. Biochem. Biotechnologie. 1997, 63–65, 409–421. [CrossRef]

60. Charney, J.; Tomarelli, RM Eine kolorimetrische Methode zur Bestimmung der proteolytischen Aktivität von Zwölffingerdarmsaft. J. Biol. Chem. 1947, 171, 501–505. [CrossRef] [PubMed]

61. Laemmli, UK Spaltung von Strukturproteinen während des Zusammenbaus des Kopfes des Bakteriophagen T4. Nature 1970, 227, 680–685. [CrossRef] [PubMed]

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