Mononatriumglutamat induziert Veränderungen der hepatischen und renalen Stoffwechselprofile und des Darmmikrobioms von Wistar-Ratten
Feb 22, 2022
Abstrakt:Der kurz- und langfristige Verzehr von Mononatriumglutamat (MSG) erhöht den pH-Wert im Urin, aber die Auswirkungen auf die Stoffwechselwege in der Leber, Niere und die Darmmikrobiota bleiben unbekannt. Um dieses Problem anzugehen, untersuchten wir erwachsene männliche Wistar-Ratten, die 2 Wochen lang Trinkwasser mit oder ohne 1 g-prozentigem MSG erhielten (jeweils n=10). Wir führten eine auf Kernspinresonanz (NMR)-Spektroskopie basierende Stoffwechselstudie des Jejunums durch,Leber, undNieren, während Kotproben für die bakterielle DNA-Extraktion gesammelt wurden, um die Darmmikrobiota mithilfe der 16S-rRNA-Gensequenzierung zu untersuchen. Wir haben signifikante Veränderungen in der beobachtetLebervon MSG-behandelten Ratten im Vergleich zu Kontrollen in den Konzentrationen von Glucose, Pyridoxin, Leucin, Isoleucin, Valin, Alanin, Kynurenat und Nicotinamid. UnterNiereMetaboliten, der Trimethylamin (TMA)-Spiegel war erhöht und Pyridoxin war nach MSG-Behandlung erniedrigt. Die Sequenzierung des 16S-rRNA-Gens zeigte, dass MSG-behandelte Ratten vermehrt Firmicutes, die Darmbakterien, die mit dem TMA-Metabolismus assoziiert sind, zusammen mit verminderten Bififidobacterium-Spezies aufwiesen. Unsere Daten unterstützen die Auswirkungen des MSG-Konsums aufLeberundNiereStoffwechsel. Basierend auf den Veränderungen des Darmmikrobioms spekulieren wir, dass TMA und seine Metaboliten wie Trimethylamin-N-oxid (TMAO) Mediatoren der Wirkungen von MSG auf den Darm sein könntenNierengesundheit.
Schlüsselwörter:Mononatriumglutamat; Darmmikroben; Stoffwechselweg; Metabolomik; Mikrobiom; Trimethylamin; Niere; Leber
EinführungMononatriumglutamat (MSG) wird Lebensmitteln häufig zugesetzt, um die Schmackhaftigkeit zu erhöhen, insbesondere in der asiatischen Küche und industriell verarbeiteten Lebensmitteln [1]. MSG wird von der Food and Drug Administration (FDA) [2] unabhängig von der Menge als sichere Zutat für den menschlichen Verzehr angesehen, obwohl jüngste Daten zeigen, dass die durchschnittliche tägliche Einnahme von MSG 3–4 g beträgt und dass jedes zusätzliche Gramm MSG das Risiko erhöht der Entwicklung des metabolischen Syndroms [3]. Erhöhte Mengen an MSG in der Nahrung werden mit Übergewicht [4,5] und Bluthochdruck [6] in Verbindung gebracht, aber die Ergebnisse sind widersprüchlich [7,8].
Es wurden Versuche unternommen, die Auswirkungen von MSG auf Stoffwechselorgane von Tieren entweder durch parenterale [9,10] oder orale Einnahme [11,12] aufzudecken. In einem dieser Versuche, die Wirkungen von MSG bei Ratten zu untersuchenNieren, zeigten die Ergebnisse, dass sowohl kurzzeitiger [13] als auch langfristiger [11] MSG-Konsum bei Ratten alkalischen Urin verursachte, obwohl der Mechanismus der Urinalkalisierung nicht bekannt ist. Metabolomik ist ein häufig verwendeter Ansatz, um die Veränderungen der Metaboliten bei verschiedenen Erkrankungen zu definieren [14,15]. Der kurzfristige MSG-Konsum verursachte spezifische Veränderungen bei Metaboliten im Urin, einschließlich Dimethylamin (DMA) und Methylamin (MA), die aus dem Darm stammende Metaboliten von Trimethylamin (TMA) sind. TMA ist ein flüchtiges kurzkettiges aliphatisches Amin, das für den charakteristischen Fischgeruch sorgt. Tatsächlich produzieren die Darmbakterien TMA aus diätetischem Fisch oder es kann aus anderen Nährstoffen wie Cholin und Carnitin erzeugt werden, die in Eiern und rotem Fleisch reichlich vorhanden sind [16]. Der größte Teil von TMA wird enzymatisch in das geruchlose Trimethylamin-N-oxid (TMAO) umgewandelt, und hohe TMAO-Plasmaspiegel werden mit chronischen Herz-Kreislauf-Erkrankungen (CVD) [17] in Verbindung gebrachtNierenerkrankung(CKD) [18] und Diabetes [19].
Wir nutzten hier Metabolomics-Tools, um die Auswirkungen des kurzfristigen MSG-Konsums auf das Metabolom von Plasma zu untersuchen.Leber,Niereund Darm und analysierten die Korrelation zwischen den metabolomischen Ergebnissen und den Veränderungen der Darmmikrobiota. Unsere Daten können neue mechanistische Einblicke in die Auswirkungen von MSG in der Nahrung liefern und gleichzeitig Biomarker für MSG-induzierte Organschäden aufzeigen.
Materialen und Methoden
TiereZwanzig 6- Wochen alte männliche Wistar-Ratten (Gewicht ca. 200 g) wurden vom National Laboratory Animal Center (Mahidol University, Salaya, Bangkok, Thailand) erhalten, 2 Wochen lang in individuellen Stoffwechselkäfigen aus rostfreiem Stahl akklimatisiert und dann unter einer Standardbedingung von Temperatur (23 ± 2 °C), Feuchtigkeit (30–60 Prozent) und Helligkeit (350–400 Lux) von 12 h Dunkelheit/12 h Lichtzyklus gehalten. Ratten wurden während der Studie mit einem kommerziellen Pelletdiät Nr. CP 082 (Perfect Companion Group, Bangkok, Thailand) versorgt. Alle Experimente wurden gemäß den Richtlinien des Northeast Laboratory Animal Center (NELAC), Khon Kaen University, Thailand, durchgeführt. Darüber hinaus wurde die Studie vom Animal Ethics Committee der Khon Kaen University, Thailand (AEKKU-NELAC5/2558) genehmigt.
ReagenzienZur Fütterung der Tiere wurde reines MSG (99 Prozent) in Lebensmittelqualität (Ajinomoto, Tokio, Japan) verwendet. Methanol und Chloroform in handelsüblicher Qualität wurden von RCI LABSCAN LIMITED (Bangkok, Thailand) für die Gewebeextraktion gekauft, Wasser in LC-MS-Qualität wurde von Merck (Darmstadt, Deutschland) gekauft, Kaliumdihydrogenphosphat (KH2PO4) und Deuteriumoxid (D2O) wurden gekauft von Merck (Darmstadt, Schweiz), Natriumazid (NaN3) wurde von der Europäischen Chemikalienagentur (ECHA, Helsinki, Finnland) hergestellt, Natriumtrimethylsilyl-[2,2,3,3-2H4]-propionat (TSP) , ein interner Standard für die NMR-Analyse, wurde von Santa Cruz Biotechnology (Santa Cruz CA, USA) bezogen. Für die Massenspektrometrie wurden handelsübliches Isopropanol (C3H8O) und Ameisensäure (CH2O2) von RCI LABSCAN LIMITED (Bangkok, Thailand) bezogen.
Experimentelles DesignRatten wurden nach dem Zufallsprinzip Trinkwasser entweder mit (n=10) oder ohne (n=10) 1 g Prozent MSG für 2 Wochen zugeteilt. Für den Tierversuch wurde Umkehrosmose (RO)-Wasser (Chlorkonzentration 3–4 ppm) verwendet, wenn alle Ratten freien Zugang zu Futter hatten. Die tägliche Aufnahme von Wasser (ml) und Nahrung (g) sowie das wöchentliche Körpergewicht (g) wurden aufgezeichnet. Die 24 Urinausscheidung (ml/Ratte/Tag) wurde während des gesamten Studienzeitraums aufgezeichnet. Kot- und Schwanzblutproben (100 µl Plasma) wurden 2 Wochen vor der Tötung der Tiere unter Verwendung von Kohlendioxid (CO2) nach einer 12--stündigen Fastenzeit entnommen. Gewebeproben, dh Jejunum,LeberundNiere,wurden gesammelt und in flüssigem Stickstoff schockgefroren, bevor sie bei t80 ◦C gelagert wurden, bis sie für die Analyse verwendet wurden.
Probenvorbereitung und AnalyseJedes Gewebe (100 mg Nassmasse) wurde für die Metabolitenextraktion gemäß den zuvor veröffentlichten Protokollen [20] verwendet. Vor der NMR-Erfassung wurde die polare Phase der Gewebeextrakte in einem NMR-Puffer von 580 &mgr;l (100 mM Natriumphosphatpuffer, pH 7,4, in D2O, enthaltend 0,1 mM TSP und 0,2 Prozent NaN3) resuspendiert, kurzzeitig gevortext und bei zentrifugiert 12,000× g für 5 min bei 4 ◦C. Anschließend wurden 550 µL der Mischung vor der NMR-Analyse in ein NMR-Glasröhrchen (Duran Group, Mainz, Deutschland) mit einem Außendurchmesser von 5 mm überführt. Ungefähr 250 mg Kot wurden mit 500 &mgr;l Wasser in HPLC-Qualität (Merck, Darmstadt, Deutschland) gemischt und unter Verwendung eines Vortex-Mischers mit einer Geschwindigkeit von 2500 U/min für 15 min bei Raumtemperatur homogenisiert. Die Stuhlsuspension wurde dann bei 12,000× g für 15 min bei 4 ◦C zentrifugiert und 540 µl Überstand wurden in saubere 1,5-ml-Mikroröhrchen und 60 µl NMR-Puffer (1,5 M KH2PO4-Puffer, pH 7,4) überführt , in D2O, enthaltend 2 mM TSP und 1 Prozent NaN3) wurde hinzugefügt. Als nächstes wurden die Röhrchen kurz gevortext, bei 12,000× g für 10 min zentrifugiert und schließlich wurden 580 &mgr;l der Mischung in ein NMR-Glasröhrchen mit 5 mm Außendurchmesser zur Analyse überführt.
Gewebeextrakte und Kotproben wurden mit einem 400 MHz NMR-Spektrometer (Bruker Biospin, Rheinstetten, USA) bei einer Temperatur von 298,15 K analysiert. Die Spektren wurden auf den TSP-Peak (δ1H { {14}}.00), phasengesteuert und grundlinienkorrigiert mit MATLAB (Mathworks, Natrick, MA USA). Das Signal des TSP-Peaks (δ1H H1.000–0,005) aus allen Geweben und des TSP-Peaks (δ1H H1,20–0,157) aus den Fäzes wurde entfernt. Außerdem wurde der Wasserpeak aus dem Jejunum entfernt (δ1H 4,50 und 5,20),Leber(δ1H 4.68 und 5.00),Niere(δ1H 4,31 und 5,74) und Kot (δ1H 4,18 und 5,23). Darüber hinaus wurden Rohspektren dem Peak-Alignment und der Normalisierung unterzogen [21]. Die Spektraldaten aller Proben wurden unter Verwendung von unüberwachter Hauptkomponentenanalyse (PCA) und überwachter orthogonaler Signalkorrektur-Projektion auf latente Strukturen-Diskriminanzanalyse (O-PLS-DA) analysiert. Die Daten wurden mittelwertzentriert und mit Einheitsvarianz (UV) skaliert. Die O-PLS-DA-Modelle werden anhand der R2X-, R2Y- und Q2Y-Werte bewertet, die die Eignung, den Anteil der Varianzen der Y-Matrix bzw. die Vorhersagefähigkeit des Modells darstellen [22]. Um eine Überanpassung zu vermeiden, wurde eine 7-fache Kreuzvalidierung für 500 Wiederholungen durchgeführt. Der Permutations-p-Wert wurde verwendet, um die Modellvalidität anzuzeigen. Signifikante Variablen jedes gültigen Modells wurden durch O-PLS-DA-Korrelationskoeffizienten mit Benjamini-Hochberg-False-Discovery-Rate-Korrektur (p < 0,05)="" ausgewählt.="" zur="" metabolitenidentifikation="" wurden="" statistische="" totalkorrelationsspektroskopie="" (stocsy)="" [23],="" hauseigene="" chemical-shift-datenbanken="" und="" die="" human="" metabolome="" database="" (hmdb="" version="" 4,="" usa)="" [24]="">
Pathway Enrichment Analysis wurde auch mit MetaboAnalyst (http://www.metaboanalyst.ca/ (Zugriff am 14. Juli 2020)) [25] durchgeführt. Die Abbildung des Stoffwechselwegs wurde von Cytoscape erstellt [26]. Veränderungen der Metaboliten wurden durch STOCSY identifiziert und eine univariate Analyse wurde durchgeführt, indem die relative Konzentration signifikant unterschiedlicher Metaboliten untersucht und die Integration von Spektrenpeaks berechnet wurde. Gemäß dem p-Wert berechnet durch den Student's t-Test unter Verwendung von GraphPad Prism 7 (Ver. 7, GraphPad Software, Inc., La Jolla, CA, USA).
Plasmaprobenvorbereitung für die UHPLC-ESI-QTOF-MS-AnalysePlasma (50 ul) wurde mit 150 ul Isopropanol (IPA) gemischt, gefolgt von einer 24--stündigen Inkubation bei 20 °C, um das Protein auszufällen. Alle Proben wurden zweimal bei 13,000× gat 4 ◦C für 10 min zentrifugiert. Insgesamt 50 µl wurden jeder Probe entnommen und in einem 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen zur Herstellung einer Qualitätskontrollprobe (QC) gepoolt, und 120 µl jeder Probenmischung wurden in einen HPLC-Glaseinsatz überführt.
UHPLC-ESI-QTOF-MS-AnalyseDie UHPLC-ESI-QTOF-MS-Analyse wurde am Khon Kaen University International Phenome Laboratory (KKUIPL) eingesetzt. Die wässrigen Phasenextrakte der Proben wurden auf einer Umkehrphasenplattform analysiert. Der Trennungsteil wurde unter Verwendung eines UHPLC-Systems (Bruker, Darmstadt, Deutschland) durchgeführt, wenn die Bruker-Intensitäts-Solo-HPLC C18 2,1 × 100 mm, 2-µm-Säule (Bruker, Darmstadt, Deutschland) verwendet. Die Säulentemperatur wurde auf 55 ◦C und die Autosampler-Temperatur auf 4 ◦C eingestellt. Mobile Phase A war 10{{20}} Prozent HPLC-Wasser mit 0,1 Prozent Ameisensäure (FA) und mobile Phase B war 10 {{30}} Prozent Methanol mit 0,1 Prozent FA. Die Flussrate wurde auf 0,4 ml/min und der Elutionsgradient auf –99,9 Prozent A (0.{{40}}–2,{{46 }} min, 0,25 ml/min), 99,9–75 % A (2,0–10,0 min, 0). 4 ml/min), 2{{60}} Prozent A (10,0–12,0 min, 0,4 ml/min), 10 Prozent A (12,0–21,0 min, 0,4 ml/min) min), 0,1 % A (21,0–23,0 min, 0,4 ml/min), 99,9 % A (24,0–26,0 min, 0,4 ml/min). Ein Probeninjektionsvolumen von 4 &mgr;l wurde sowohl für den positiven als auch für den negativen Ionisationspolaritätsmodus angewendet.
Massenspektrometrische Analysen wurden unter Verwendung eines kompakten ESI-Q-TOF-Systems (Bruker, Darmstadt, Deutschland) durchgeführt. Natriumformiat (HCOONa), enthaltend 2 mM Natriumhydroxid, 0,1 Prozent FA und 50 Prozent IPA, wurde direkt als externes Kalibriermittel mit einer Flussrate von 0,5 µl/min injiziert. Die Bedingung im positiven Ionisationspolaritätsmodus – Massenbereich 50–1300 m/z, Konusspannung 31 V, Kapillarspannung 4500 V, Quellentemperatur 220 °C, Desolvationstemperatur 220 °C, Desolvationsgasfluss 8 l/min. Die Bedingungen des negativen Ionisationspolaritätsmodus – m/z-Bereich: 50–900 m/z, Konusspannung 31 V, Kapillarspannung 4500 V, Quellentemperatur 220 ◦C, Desolvationstemperatur 220 ◦C, Desolvationsgasfluss 8 l/min.
Analyse des DarmmikrobiomsDNA wurde unter Verwendung des QiAamp® PowerFecal® Pro DNA-Kits (Qiagen, Hilden, Deutschland) extrahiert. Extrahierte DNA wurde bei OD 260/280 unter Verwendung eines Nanodrop2000c-Spektrophotometers (Thermo Scientific, Waltham, MA, USA) gemessen. Die gesamte extrahierte DNA wurde bis zur Analyse bei t20 ◦C aufbewahrt. Die V3-V4-Region des 16S-ribosomalen RNA (rRNA)-Gens für jede Probe wurde mit dem universellen Vorwärtsprimer V3 (50-CCTACGGGNGG CWGCAG-30) und dem Rückwärtsprimer V4 ({ {11}}GACTACHVGGGTATCTAATCC-30). Die PCR-Reaktion bestand aus 2x KAPA HiFi HotStart ReadyMix, 12,5 ng DNA-Matrize und 5 µM jedes Primers, mit anfänglicher Denaturierung bei 95 °C für 3 min, gefolgt von 25 Denaturierungszyklen bei 95 °C für 30 s, Annealing bei 55 °C C für 30 s, Verlängerung bei 72 ◦C für 30 s und abschließende Verlängerung bei 72 ◦C für 10 min. Ein Agilent DNA 1000 Chip und ein Agilent 2100 Bioanalyzer (Agilent Technologies, Palo Alto, CA, USA) wurden kombiniert, um das amplifizierte Produkt zu quantifizieren. PCR-Amplikons wurden unter Verwendung von AMPure XP-Kügelchen zur Reinigung gereinigt. Das partielle 16S-rRNA-Gen wurde unter Verwendung der Illumina MiSeq-Plattform (Illumina Inc., San Diego, CA, USA) sequenziert.
Die 16S-rRNA-Sequenzierungsbibliothek wurde unter Verwendung von genomischer DNA (gDNA) hergestellt, und übereinstimmende Paired-End-Sequenzen wurden unter Verwendung von FLASH (http://ccb.jhu.edu/software/FLASH/ (abgerufen am 29. Juni 2020)) zusammengeführt [27]. . Die Qualitätsfilterung entfernte Sequenzen mit Lesevorgängen geringer Qualität und wurde mit CD-HIT-OTU (http://weizhong-lab.ucsd.edu/cd-hit-otu (abgerufen am 29. Juni 2020)) [28] und den rDnaTools durchgeführt Paket. OTUs (Operational Taxonomic Units) wurden mit 97 Prozent Schwellenidentität unter Verwendung des UCLUST-Algorithmus basierend auf 100 Prozent Ähnlichkeit klassifiziert. Sequenzen mit einer Ähnlichkeit von mehr als oder gleich 97 Prozent wurden derselben OTU zugewiesen. Repräsentative OTU-Sequenzen wurden abgeglichen und unter Verwendung des Ribosomal Database Project (RDP) taxonomisch klassifiziert und mit den NCBI-Referenzdatenbanken verglichen. Die Einstufung basiert auf der Green genes database (http://greengenes.lbl. gov/ (Zugriff am 29. Juni 2020)). Die Ausgabe einer Klassifizierung von Reads auf mehreren taxonomischen Ebenen – Königreich, Stamm, Klasse, Ordnung, Familie, Gattung und Art unter Verwendung von Quantitative Insights Into Microbial Ecology (QIIME) [29].
Statistische AnalyseDie statistische Analyse der Nahrungs- und Wasseraufnahme, des Urinvolumens und des Körpergewichts wurde als Mittelwert ±SD pro Tiergruppe angegeben und die Unterschiede zwischen den Gruppen wurden auf statistische Signifikanz durch Student's t-Test mit p-Wert < {{2} verglichen. }.05 als statistisch signifikant angesehen.
Ergebnisse
AUSWIRKUNG von MSG auf die Nahrungs- und Wasseraufnahme, das Körpergewicht und die Ausscheidung des UrinvolumensMit MSG behandelte Ratten und Kontrollratten hatten eine ähnliche Menge an Nahrungsaufnahme (17,44 ± 1,94 bzw. 18,46 ± 1,37 g/Ratte/Tag) (Abbildung 1A) und ein ähnliches Körpergewicht (333,58 ± 17,23 bzw. 333,80 ± 15,50 g/Ratte). (Abbildung 1B). Allerdings war die Wasseraufnahme bei MSG-behandelten Ratten signifikant höher (52,38 ± 18,36 ml/Tag) im Vergleich zu Kontrollen (38,38 ± 8,39 ml/Tag) (Abbildung 1C). Sowohl in den mit MSG behandelten als auch in den Kontrollgruppen nahm die Urinausscheidung im Laufe der Zeit tendenziell zu, obwohl ein signifikanter Anstieg nur bei mit MSG behandelten Ratten beobachtet wurde (15,42 ± 3,92 ml/Ratte/Tag vor der Behandlung und 29,09 ± 8,78 ml/Ratte/ Tag nach der Behandlung). Auch, obwohl statistisch nicht signifikant, war die Urinausscheidung von MSG-behandelten Ratten (29,09 ± 8,78 ml/Ratte/Tag) offensichtlich höher als die von Kontrollen (23,15 ± 10,55 ml/Ratte/Tag) (Fig. 1D).
Stoffwechselveränderungen in stoffwechselwichtigen OrganenDie NMR-Spektren der gesammelten Gewebeproben wurden nach zweiwöchiger MSG-Behandlung analysiert. PCA von NMR-Spektraldaten wurde zunächst durchgeführt, um offensichtliche Clusterbildung und Ausreißer zu beobachten (Abbildung 2). Die deutliche Clusterbildung und vollständige Trennung wurden in Lebermetabolitenprofilen zwischen der Kontrollgruppe und der MSG-behandelten Gruppe mit einem Permutations-p-Wert von 0.002, R2X von 58 Prozent beobachtet. Q2Y von 0,84 und R2Y von 0,93, dargestellt in PCA- und O-PLS-DA-Score-Plots (Abbildung 2A, B). Ein repräsentatives OPLS-entsprechendes Koeffizienten-Beladungsdiagramm mit Metabolitenzuordnung ist in Abbildung 3 mit Signifikant dargestelltLeberModelle, die in Fig. 3A angegeben sind; Alle signifikanten Veränderungen der Metaboliten sind in Tabelle 1 zusammengefasst. In der Leber wurden in der MSG-behandelten Gruppe höhere Konzentrationen von sechs Metaboliten gefunden, darunter Glucose, Pyridoxin, 2-Desoxyuridin, Inosin, unbekannt 1 und 2, während elf Metaboliten , nämlich Leucin, Isoleucin, Valin, Alanin, N-Acetylglycoprotein, Aceton, 1,3-Dimethylurat, Histamin, Xanthin, Kynurenat und Nicotinamid, waren in der Kontrollgruppe signifikant höher. Das PCA-Score-Plot basiert auf derNieren-Metaboliten (Abbildung 2C) zeigten keine klare Clusterbildung zwischen zwei Gruppen, und das O-PLS-DA-Modell war statistisch signifikant mit einem Permutations-p-Wert von 0.018, R2X von 56 Prozent, Q2Y von 0.29 und R2Y von 0,74 (Abbildung 2D). Zwei veränderte Metaboliten wurden in gefundenNierengewebemit signifikant höherem Trimethyllaminspiegel und signifikant niedrigerem Pyridoxin in der MSG-behandelten Gruppe im Vergleich zu den Kontrollen (Abbildung 3B). Im Gegensatz dazu zeigten die Ergebnisse von Jejunum (Abbildung 2E, F), Kot und Plasma (Abbildung 2 und Abbildung S1) keine Clusterbildung zwischen den Behandlungs- und Kontrollgruppen, die in den PCA- und O-PLS-DA-Scores-Plots dargestellt sind.
Die Korrelationswege der signifikanten Metaboliten in derLeberundNierengewebewurden unter Verwendung von KEGG-IDs untersucht und von der Cytoscape-Software generiert. Es wurde festgestellt, dass die Metaboliten das metabolische Netzwerk verbinden. Als diese Ergebnisse kombiniert wurden, um eine Stoffwechselwegkarte zu zeichnen, um eine intuitivere Korrelation zu veranschaulichen, stellte sich heraus, dass die Metaboliten hauptsächlich mit Stoffwechselwegen wie hepatischer Gluconeogenese, verzweigtkettigen Aminosäuren, Vitamin B6 und Trimethylamin-Stoffwechsel assoziiert sind ( Abbildung S3).
Der Konsum von MSG verändert das DarmmikrobiomDie Ergebnisse der Analyse der fäkalen Bakterienzusammensetzung zeigten sieben Phyla, 15 Klassen, 19 Ordnungen, 46 Familien, 127 Gattungen und 22 0 Arten aus allen Tiergruppen. Die wichtigsten 7–10 Arten wurden ausgewählt und die prozentuale relative Häufigkeit von Bakteriengemeinschaften auf Phylum-, Klassen-, Ordnungs-, Familien-, Gattungs- und Artenebene wurde generiert (Abbildung 4). Auf Stammebene waren die vier relativ häufig vorkommenden Stämme in der folgenden Reihenfolge – Firmicutes > Bacteroidetes > Proteobacteria > Actinobacteria bei allen Tieren (Abbildung 4A). Die Häufigkeit von Actinobacteria war bei MSG-behandelten Ratten (0,30 Prozent) signifikant geringer als bei Kontrollratten (1,32 Prozent) (Abbildung 5A).
Auf Klassenebene waren die am häufigsten vorkommenden Mikrobiota Bacilli > Clostridia > Bacteroidia > Erysipelotrichia bei allen Tieren (Abbildung 4B). Die MSG-behandelte Gruppe hatte signifikant mehr Clostridien (31,59 Prozent) als die Kontrollgruppe (19,25 Prozent). Die mit MSG behandelten Ratten hatten jedoch signifikant weniger Actinobakterien (0,15 Prozent) als die Kontrollratten (1,09 Prozent) (Abbildung 4B). Bei Interpretation auf Ordnungsebene waren Lactobacillales, Clostridiales, Bacteroidales, Erysipelotrichales bei allen Tieren reichlich vorhanden (Abbildung 4C). Clostridiales waren signifikant höher bei MSG-behandelten Ratten (31,59 Prozent) als bei Kontrollratten (19,25 Prozent), während Bififidobacteriales signifikant niedriger bei MSG-behandelten Ratten (0,06 Prozent) im Vergleich zu Kontrollratten (1,06 Prozent) waren.
Die vier am häufigsten vorkommenden Familien, die üblicherweise bei allen Versuchstieren beobachtet wurden, waren in der folgenden Reihenfolge: Lactobacillaceae > Erysipelotrichaceae > Clostridiaceae > Prevotellaceae (Abbildung 4D). Auf Familienebene war Bififidobacteriaceae signifikant niedriger, aber nicht identifizierte Clostridiales waren signifikant höher bei MSG-behandelten Ratten im Vergleich zu Kontrollratten. Die relative Häufigkeit der vier wichtigsten Gattungen, die bei allen Tieren beobachtet wurde, war in der folgenden Reihenfolge: Lactobacillus > Turicibacter > Prevotella < clostridium="" (abbildung="" 4e).="" eine="" heatmap="" der="" relativen="" häufigkeiten="" auf="" gattungsebene="" zeigte="" eine="" geringere="" häufigkeit="" von="" lactobacillus="" und="" eine="" höhere="" häufigkeit="" von="" clostridium="" bei="" msg-behandelten="" ratten="" (abbildung="" 5b).="" darüber="" hinaus="" wurde="" die="" geringere="" häufigkeit="" von="" bififidobacterium="" auch="" bei="" msg-behandelten="" ratten="" (0,06="" prozent)="" im="" vergleich="" zu="" kontrollratten="" (1,06="" prozent)="">
Auf Artenebene waren die vier wichtigsten Darmbakterienarten, die allen Ratten gemeinsam sind, Lacto bacillus intestinalis, Turicibacter sanguinis, Clostridium saudiense und Muribaculum intestinale (in dieser Reihenfolge) (Abbildung 4F). In der MSG-behandelten Gruppe war Flintibacter butyricus signifikant häufiger als in der Kontrollgruppe, während Faecalibaculum rodentium und Bififidobacterium pseudolongum signifikant weniger häufig vorkamen.
Diskussion
Mehrere Beweislinien haben den MSG-Konsum konsequent mit nachteiligen Auswirkungen auf die menschliche Gesundheit in Verbindung gebracht, wie z. B. eine höhere Inzidenz des metabolischen Syndroms [3], Übergewicht [4,5] und arterielle Hypertonie [6]. Dennoch waren die Daten in einigen Fällen widersprüchlich und die zugrunde liegenden Mechanismen bleiben unklar. Um dieses Problem anzugehen, untersuchten wir die Veränderungen des Gewebestoffwechsels und die mikrobiellen Veränderungen im Darm, die durch den Konsum von MSG hervorgerufen werden. Wie in der schematischen Darstellung in Abbildung 6 dargestellt, veränderte der MSG-Konsum die Metaboliten, die mit der hepatischen Gluconeogenese, dem Metabolismus verzweigtkettiger Aminosäuren (BCAA), dem Vitamin B6- und dem Trimethylamin-Metabolismus verbunden sind. Darüber hinaus unterdrückte der kurzfristige MSG-Konsum die relative Häufigkeit von Bififidobacterium, das als nützliches Bakterium angesehen wird, und von Clostridium, das mit der TMA- und TMAO-Produktion in Verbindung steht [30].
In der Leber waren Metaboliten wie Glucose, Pyridoxin (B6), 2-Desoxyuridin, Inosin, Unbekannt 1 und 2 bei MSG-behandelten Tieren signifikant höher als bei Kontrolltieren, während elf Metaboliten (d. h. Leucin, Isoleucin, Valin , Alanin, N-Acetylglycoprotein, Aceton, 1,3-Dimethylurat, Histamin, Xanthin, Kynurenat und Nicotinamid) waren signifikant niedriger. Erstens können höhere Glukosespiegel auf eine Zunahme der hepatischen Glukoneogenese im Zusammenhang mit MSG hinweisen, was mit zuvor berichteten hohen Plasmaglukosewerten bei neugeborenen Schweinen übereinstimmt, die eine MSG-Ergänzung (1 g/kg Körpergewicht) erhalten [31]. Zweitens können die reduzierten Spiegel von Alanin und drei BCAAs, einschließlich Valin, Leucin und Isoleucin, mit dem Aminosäurekatabolismus und Energiestoffwechsel korrelieren, bei dem ihre Kohlenstoffskelette als Vorläufer für die Gluconeogenese verwendet werden können (Alanin, Valin und Isoleucin als glucogene Aminosäuren). und Energieerzeugung über den Tricarbonsäure(TCA)-Zyklus. In Übereinstimmung mit dem vorherigen Bericht fanden wir heraus, dass die Abbauprodukte von Leucin und Lysin, Beta-Hydroxyisovalerat bzw. 5--Aminovalerat im Urin von mit MSG behandelten Ratten signifikant höher waren [13]. Drittens erhöhtes Pyridoxin in derLeberund vermindertes Pyridoxin in derNiereder mit MSG behandelten Ratten deuteten auf eine Veränderung des Vitamin-B6-Stoffwechsels hin. Wir fanden auch verringerte Werte von Histamin, Kynurenat und Nicotinamid in derLebervon MSG-behandelten Ratten, die die Produkte von B6--abhängigen Enzymen im Histidin- und Tryptophanstoffwechsel sind. Der Zusammenhang zwischen der Einnahme von MSG und dem Metabolismus von Vitamin B6, Histidin und Tryptophan muss weiter untersucht werden. Viertens hatten MSG-behandelte Ratten höhere Trimethylamin (TMA)-Spiegel im BlutNiere. TMA wird aus Nahrungsbestandteilen, einschließlich Cholin, L-Carnitin und Betain, durch die Wirkung mikrobieller Enzyme synthetisiert [16]. TMA wird weitgehend passiv in den Pfortaderkreislauf aufgenommen und hauptsächlich durch flflavinhaltige Monooxygenasen (FMOs) der Leber zu Trimethylamin-N-oxid (TMAO) oxidiert. Ein kleiner Teil von TMA wird zu Dimethylamin (DMA) und Methylamin (MA) oxidiert und schließlich in den Urin ausgeschieden [32,33]. Höhere Konzentrationen von DMA und MA im Urin von MSG-behandelten Ratten wurden zuvor berichtet [13]. Mehrere Studien haben gezeigt, dass die erhöhten TMA-Vorläufer, Cholin, oder seine Metaboliten, TMAO, zu einer progressiven Erkrankung führen könnenNieren-tubulointerstitielle Fibrose, Herz-Kreislauf-Erkrankungen und chronischeNierenerkrankung[34–36]. Daher ist der erhöhte TMA-Spiegel in derNierekann die Verbindung zwischen MSG-Einnahme und darstellenNierenschäden.
Ausgehend von den beobachteten Veränderungen bei TMAs untersuchten wir die Darmmikrobiota von MSG-behandelten Ratten und zeigten die Veränderung der beiden Hauptstämme Firmicutes und Bacteroidetes. Die höhere Abundanz von Firmicutes, aber eine geringere Abundanz von Bacteroidetes wurde bei mit MSG behandelten Ratten beobachtet. Auf Gattungsebene hatten MSG-behandelte Ratten eine höhere Menge an Clostridium und eine geringere Menge an Lactobacillus und Bififidobacterium. Die Gattung Clostridium umfasst eine Gruppe von Mikroorganismen, die zum Stamm Firmicutes gehören. Einige Clostridium spp. sind mit dem TMA-Metabolismus verbunden, indem sie Enzyme produzieren, um Cholin oder Nahrungsbestandteile in TMA umzuwandeln [33,37,38]. Die vermehrt TMA-produzierenden Darmbakterien, dh Clostridium spp., unterstützen die Erhöhung von TMA-Metaboliten im DarmNiereund Urin von mit MSG behandelten Ratten. Darüber hinaus reduzierte der MSG-Konsum die Bififidobacterium-Population, ein probiotisches Bakterium, das eine wichtige Rolle bei der Darmhomöostase und -gesundheit spielt [39]. Einfache und verdauliche Kohlenhydrate wie Laktose und Saccharose werden im oberen Gastrointestinaltrakt (GI) durch den Wirt und Bakterien wie Laktobazillen verstoffwechselt. Nicht verdauliche Kohlenhydrate, dh Ballaststoffe, werden jedoch im unteren Gastrointestinaltrakt von den Mitgliedern der Darmmikrobiota, einschließlich Bififidobacterium, metabolisiert. Eine Diät mit einem hohen Gehalt an gesättigten Fetten und einfachen Zuckern, aber einem Mangel an Ballaststoffen, wie eine westliche Diät, kann zu einer geringeren Anzahl nützlicher Bakterien beitragen [40]. Bei chronisch entzündlichen Erkrankungen wie Fettleibigkeit [41], Hepatitis B [42] und Diabetes [43,44] wurde über die Abnahme von Bififidobacterium, einem guten Bakterium, berichtet. Die Wirkung des MSG-Konsums auf die Darmmikrobiota beim Menschen wurde bereits früher ohne signifikante Veränderungen der mikrobiellen Zusammensetzung im Vergleich zum Ausgangswert berichtet [45]. Die geringe Wirkung von MSG auf die Darmmikrobiota in dieser Studie kann auf die niedrige Dosis der MSG-Ergänzung (2 g/Tag) zurückzuführen sein, da die durchschnittliche tägliche MSG-Aufnahme in unserer Beobachtung 4 g/Tag beträgt [3]. Wir fanden heraus, dass jedes 1 g der täglichen Einnahme von MSG das Risiko erhöhte, an einem metabolischen Syndrom zu erkranken. Obwohl der Mechanismus des MSG-Konsums, der zu Stoffwechselerkrankungen führt, nicht bekannt ist, könnte die Abnahme von Bififidobacterium bei mit MSG behandelten Tieren ein Hinweis sein. Zufälligerweise ist die in der vorliegenden Studie festgestellte Abnahme des Bififidobakteriums bei mit MSG behandelten Ratten ähnlich der bei Ratten mit Vitamin-B6-Mangel [46]. Die intensive Untersuchung, wie MSG gute Bakterien reduziert und den Vitamin-B6-Status verändert, muss weiter untersucht werden.
Wir haben gezeigt, dass MSG-Konsum hepatische und induzierteNieren-metabolische Veränderungen, die an der Glukoneogenese und dem Metabolismus von verzweigtkettigen Aminosäuren, Vitamin B6 und TMA beteiligt sind, begleitet von Veränderungen in der Zusammensetzung der Darmmikrobiota. Diese Beobachtungen deuten darauf hin, dass die veränderten Stoffwechselwege mit nachteiligen Auswirkungen des langfristigen MSG-Konsums verbunden sein können, insbesondere auf dieLeberundNiere.