Überblick über die Bestandteile von Phlorotanninen in Fucales, Teil 4

Jul 03, 2023

6. Schlussbemerkungen

Zusammenfassend lässt sich sagen, dass Fucales eine große Gruppe von Algenarten mit erheblicher Variabilität hinsichtlich der Phlorotanninverbindungen umfassen. Spektrophotometrische Tests können ein nützliches Werkzeug für ein einfaches und kostengünstiges Screening des Phlorotanningehalts mit hohem Durchsatz sein. Um diese Verbindungen zu trennen, zu quantifizieren und zu charakterisieren, sind jedoch robuste Analysetechniken unerlässlich. Derzeit bietet MS in Verbindung mit HPLC einen zufriedenstellenden Ansatz für die Trennung und Charakterisierung oligomerer Phlorotannine. Auch die Entwicklung speziellerer Geräte wie UHPLC und HRMS brachte erhebliche Verbesserungen. Wenn jedoch vollständige Details zu den Bindungspositionen und isomeren Formen erforderlich sind, kann nur die NMR diese Kapazität bieten.

Glykosid von Cistanche kann auch die SOD-Aktivität im Herz- und Lebergewebe erhöhen und den Gehalt an Lipofuscin und MDA in jedem Gewebe erheblich reduzieren, wodurch verschiedene reaktive Sauerstoffradikale (OH-, H₂O₂ usw.) effektiv abgefangen und vor verursachten DNA-Schäden geschützt werden durch OH-Radikale. Cistanche-Phenylethanoidglykoside haben eine starke Fähigkeit, freie Radikale abzufangen, eine höhere Reduktionsfähigkeit als Vitamin C, verbessern die Aktivität von SOD in der Spermiensuspension, reduzieren den MDA-Gehalt und haben eine gewisse schützende Wirkung auf die Funktion der Spermienmembran. Cistanche-Polysaccharide können die durch D-Galaktose verursachte Aktivität von SOD und GSH-Px in Erythrozyten und Lungengewebe experimentell seneszierender Mäuse steigern, außerdem den Gehalt an MDA und Kollagen in Lunge und Plasma verringern und den Gehalt an Elastin erhöhen eine gute Abfangwirkung auf DPPH, verlängert die Zeit der Hypoxie bei seneszenten Mäusen, verbessert die Aktivität von SOD im Serum und verzögert die physiologische Degeneration der Lunge bei experimentell seneszenten Mäusen. Bei der zellulären morphologischen Degeneration haben Experimente gezeigt, dass Cistanche über eine gute antioxidative Fähigkeit verfügt und hat das Potenzial, ein Medikament zur Vorbeugung und Behandlung von Hautalterungskrankheiten zu sein. Gleichzeitig hat Echinacosid in Cistanche eine erhebliche Fähigkeit, freie DPPH-Radikale abzufangen, reaktive Sauerstoffspezies abzufangen und den durch freie Radikale verursachten Kollagenabbau zu verhindern, und hat auch eine gute Reparaturwirkung auf Schäden durch freie Thymin-Radikalanionen.

cistanche chemist warehouse


cistanche gnc


Dennoch ist diese Ausrüstung nicht die günstigste/zugänglichste für Labore. Die Verfügbarkeit von mehr Standardverbindungen könnte zu einer besseren Nutzung der HPLC beitragen, da dadurch zuverlässige Vergleichsbibliotheken entstehen würden. Alternativ zur Untersuchung und Identifizierung der gängigen PT-Verbindungen mittels NMR-Spektroskopie könnte deren Verknüpfung mit HPLC-Retentionszeiten und UV-Spektraldaten einen weiteren Fortschritt für die Forschungsgemeinschaft darstellen.


Autorenbeiträge:Konzeptualisierung – MDC und SMC; Literaturrecherche und Verfassen des Originalentwurfs – MDC, SMGP, SS, FC, SSB, DCGAP, AMSS, SMC. Alle Autoren haben zum Schreiben beigetragen – zur Durchsicht und Bearbeitung. Alle Autoren haben die veröffentlichte Version des Manuskripts gelesen und ihr zugestimmt.

cistanche herb

Finanzierung: Diese Arbeit wurde durch die Projekte UIDB/50006/2020 und UIDP/50006/2020 von nationalen PT-Fonds (FCT/MCTES, Fundação para a Ciência e Tecnologia und Ministério da Ciência, Tecnologia e Ensino Superior) finanziell unterstützt. Dank an PTDC/BAA-AGR/31015/2017, „Algaphlor – Braunalgen-Phlorotannine: Von der Bioverfügbarkeit zur Entwicklung neuer funktioneller Lebensmittel“, kofinanziert durch das Operationelle Programm für Wettbewerbsfähigkeit und Internationalisierung – POCI, im Rahmen des Europäischen Fonds für regionale Entwicklung (FEDER) und der Science and Technology Foundation (FCT) durch nationale Mittel. Silva S. dankt FCT für die Finanzierung durch Programm DL 57/2016 – Norma transitória (Ref. SFRH/BPD/74299/2010).


Interessenskonflikte:Die Autoren geben an, dass kein Interessenkonflikt besteht.

Verweise

1. Cho, GY; Rousseau, F.; de Reviers, B.; Boo, SM; Reviers, BDE; Cho, GY; Rousseau, F.; Reviers, BDE Phylogenetische Beziehungen innerhalb der Fucales (Phaeophyceae), bewertet durch das Photosystem I, das PsaA-Sequenzen kodiert. Phycologia 2006, 45, 512–519. [CrossRef]

2. Baweja, P.; Kumar, S.; Sahoo, D.; Levine, I. Biologie der Algen. In Algen in Gesundheit und Krankheitsprävention; Elsevier: Amsterdam, Niederlande, 2016; S. 41–106.

3. Bermejo, R.; Chefaoui, RM; Engelen, AH; Buonomo, R.; Neiva, J.; Ferreira-Costa, J.; Pearson, GA; Marbà, N.; Duarte, CM; Airoldi, L.; et al. Meereswälder des mediterran-atlantischen Cystoseira tamariscifolia-Komplexes zeigen einen südiberischen genetischen Hotspot und keine reproduktive Isolation in der Parapatrie. Wissenschaft. Rep. 2018, 8, 10427. [CrossRef] [PubMed]

4. Montero, L.; Herrero, M.; Ibáñez, E.; Ibá, I.; Ibáñez, I.; Cifuentes, A. Trennung und Charakterisierung von Phlorotanninen aus der Braunalge Cystoseira abies-marina durch umfassende zweidimensionale Flüssigkeitschromatographie. Elektrophorese 2014, 35, 1644–1651. [CrossRef] [PubMed]

5. Jégou, C.; Connan, S.; Bihannic, I.; Cérantola, S.; Guérard, F.; Stiger-Pouvreau, V. Phlorotannin- und Pigmentgehalt einheimischer, dachbildender Sargassaceae-Arten, die in Gezeiten-Felsbecken in der Bretagne (Frankreich) leben: Gibt es einen Zusammenhang mit ihrer vertikalen Verbreitung und Phänologie? Mar. Drugs 2021, 19, 504. [CrossRef]

6. Guiry, MD; Guiry, GM; Sargassum, C. Agardh, 1820 – AlgaeBase. Weltweite elektronische Veröffentlichung, National University of Ireland, Galway.

7. Amador-Castro, F.; García-Cayuela, T.; Alper, HS; Rodriguez-Martinez, V.; Carrillo-Nieves, D. Valorisierung pelagischer Sargassum-Biomasse für nachhaltige Anwendungen: Aktuelle Trends und Herausforderungen. J. Umgebung. Geschäftsführer 2021, 283, 112013. [CrossRef]

8. Daniel, SL; Kiril, B.; Leonel, P. Herstellung von Biodünger aus Ascophyllum nodosum und Sargassum muticum (Phaeophyceae). J. Oceanol. Limnol. 2019, 37, 918–927. [CrossRef]

9. Ghaffar Shahriari, A.; Mohkami, A.; Niazi, A.; Hamed Ghodoum Parizipour, M.; Habibi-Pirkoohi, M. Anwendung von Braunalgenextrakt (Sargassum angustifolium) zur Verbesserung der Dürretoleranz bei Raps (Brassica napus L.). Iran. J. Biotechnologie. 2021, 19, e2775. [CrossRef]

10. Oliveira, JV; Alves, MM; Costa, JC Optimierung der Biogasproduktion von Sargassum Sp. z o.o. Verwendung einer Versuchsplanung zur Bewertung der Co-Verdauung mit Glycerin und Altfrittieröl. Bioresour. Technol. 2015, 175, 480–485. [CrossRef]

11. Giovanna Lopresto, C.; Paletta, R.; Filippelli, P.; Galluccio, L.; de la Rosa, C.; Amaro, E.; Jáuregui-Haza, U.; Atilio de Frias, J. Sargassum-Invasion in der Karibik: Eine Chance für Küstengemeinden, Bioenergie auf der Grundlage von Bioraffinerie zu produzieren – ein Überblick. Valorisierung von Abfallbiomasse 2022, 13, 2769–2793. [CrossRef]

12. Luis Godínez-Ortega, J.; Cuatlán-Cortés, JV; López-Bautista, JM; van Tussenbroek, BI Eine Naturgeschichte schwimmender Sargassum-Arten (Sargasso) aus Mexiko. In Naturgeschichte und Ökologie Mexikos und Mittelamerikas; IntechOpen: London, Großbritannien, 2021.

13. Soleimani, S.; Yousefzadi, M.; Nezhad, SBM; Pozharitskaya, ON; Shikov, AN Bewertung von aus Polycladia Myrica extrahierten Fraktionen: Biologische Aktivitäten, UVR-Schutzwirkung und Stabilität der darauf basierenden Cremeformulierung. J. Appl. Phykol. 2022, 34, 1763–1777. [CrossRef]

14. Serrão, EA; Alice, LA; Brawley, SH Evolution der Fucaceae (Phaeophyceae), Quelle: NrDNA-ITS. J. Physiol. 1999, 35, 382–394. [CrossRef]

15. Patarra, RF; Paiva, L.; Neto, AI; Lima, E.; Baptista, J. Nährwert ausgewählter Makroalgen. J. Appl. Phykol. 2011, 23, 205–208. [CrossRef]

16. Lopes, G.; Barbosa, M.; Vallejo, F.; Gil-Izquierdo, Á.; Andrade, PB; Valentão, P.; Pereira, DM; Ferreres, F. Profilierung von Phlorotanninen aus Fucus spp. der nördlichen portugiesischen Küste: Chemischer Ansatz durch HPLC-DAD-ESI/MSn und UPLC-ESI-QTOF/MS. Algenres. 2018, 29, 113–120. [CrossRef]

17. Stansbury, J.; Saunders, P.; Winston, D. Förderung einer gesunden Schilddrüsenfunktion mit Jod, Blasentang, Guggul und Iris. J. Restaur. Med. 2013, 1, 83–90. [CrossRef]

18. Guiry, MD; Guiry, GM Fucus Linnaeus, 1753 – AlgaeBase. Weltweite elektronische Veröffentlichung, National University of Ireland, Galway.

19. Rasul, F.; Gupta, S.; Olas, JJ; Gechev, T.; Sujeeth, N.; Mueller-Roeber, B. Die Grundierung mit einem Algenextrakt verbessert die Trockenheitstoleranz bei Arabidopsis erheblich. Int. J. Mol. Wissenschaft. 2021, 22, 1469. [CrossRef] [PubMed]

20. Shukla, PS; Mantin, EG; Adil, M.; Bajpai, S.; Critchley, AT; Prithiviraj, B. Ascophyllum nodosum-basierte Biostimulanzien: Nachhaltige Anwendungen in der Landwirtschaft zur Stimulierung des Pflanzenwachstums, der Stresstoleranz und des Krankheitsmanagements. Vorderseite. Pflanzenwissenschaft. 2019, 10, 655. [CrossRef] [PubMed]

21. Vodouhè, M.; Marois, J.; Guay, V.; Leblanc, N.; Weisnagel, SJ; Bilodeau, J.-F.; Jacques, H. Marginaler Einfluss von Braunalgen-Ascophyllum nodosum und Fucus vesiculosus-Extrakt auf die Stoffwechsel- und Entzündungsreaktion bei übergewichtigen und fettleibigen Prädiabetikern. Mar. Drugs 2022, 20, 174. [CrossRef] [PubMed]

22. Fraser, CI; Vel, M.; Nelson, WA; Macaya, EC; Hay, CH; McCarthy, C.; Velásquez, M.; Nelson, WA; Macaya, EC; Hay, CH Die biogeografische Bedeutung des Auftriebs bei Makroalgen: Eine Fallstudie der südlichen Bullentang-Gattung Durvillaea (Phaeophyceae), einschließlich Beschreibungen zweier neuer Arten. J. Physiol. 2007, 56, 23–36. [CrossRef]

23. Capon, RJ; Barrow, RA; Rochfort, S.; Joblüg, M.; Skene, C.; Lacey, E.; Gill, JH; Friedel, T.; Wadsworth, D.; Jobling, M.; et al. Marine Nematozide: Tetrahydrofurane aus einer südaustralischen Braunalge, Notheia Anomaliz. Tetrahedron 1998, 54, 2227–2242. [CrossRef]

24. Müller, R.; Wright, JT; Bolch, CJSS Historische Demographie und Kolonisierungswege der weit verbreiteten Gezeitenalge Hormosira Banksii (Phaeophyceae) im Südosten Australiens. J. Physiol. 2018, 54, 56–65. [CrossRef]

25. Clayton, MN Umschreibung und phylogenetische Beziehungen der Familie Seirococcaceae (Phaeophyceae) der südlichen Hemisphäre. Bot. März 1994, 37, 213–220. [CrossRef]

26. Kumar, LRG; Paul, PT; Anas, KK; Tejpal, CS; Chatterjee, NS; Anupama, TK; Mathew, S.; Ravishankar, CN Phlorotannine – Bioaktivitäts- und Extraktionsperspektiven. J. Appl. Phykol. 2022, 34, 2173–2185. [CrossRef] [PubMed]

27. Hermund, DB; Torsteinsen, H.; Vega, J.; Figueroa, Florida; Jacobsen, C. Screening nach neuen Cosmeceuticals aus der Braunalge Fucus vesiculosus mit antioxidativen und lichtschützenden Eigenschaften. Marine Drugs 2022, 20, 687. [CrossRef]

28. Lashika Blue Filter Sunscreen SPF 45 PA plus plus plus mit Braunalgen – 30 ml.

29. Hello Sunny Essence Sun Stick Glow SPF50 plus Pa plus plus plus plus .

30. Koivikko, R.; Loponen, J.; Honkanen, T.; Jormalainen, V. Gehalt an löslichen, zellwandgebundenen und ausgeschiedenen Phlorotanninen in der Braunalge Fucus vesiculosus, mit Auswirkungen auf ihre ökologischen Funktionen. J. Chem. Ökologisch. 2005, 31, 195–212. [CrossRef]

31. Machu, L.; Misurcova, L.; Vavra Ambrozova, J.; Orsavova, J.; Mlcek, J.; Sochor, J.; Jurikova, T. Phenolgehalt und antioxidative Kapazität in Algenlebensmitteln. Molecules 2015, 20, 1118–1133. [CrossRef]

32. Sabeena Farvin, KH; Jacobsen, C. Phenolische Verbindungen und antioxidative Aktivitäten ausgewählter Algenarten an der dänischen Küste. Lebensmittelchem. 2013, 138, 1670–1681. [CrossRef] [PubMed]

33. Kim, SM; Kang, SW; Jeon, J.-S.; Jung, Y.-J.; Kim, W.-R.; Kim, CY; Ähm, B.-H. Bestimmung der wichtigsten Phlorotannine in Eisenia-Fahrrädern mittels hydrophiler Interaktionschromatographie: Saisonale Variation und Extraktionseigenschaften. Lebensmittelchem. 2013, 138, 2399–2406. [CrossRef]

34. Connan, S.; Goulard, F.; Stiger, V.; Deslandes, E.; Gall, EA Interspezifische und zeitliche Variation des Phlorotanninspiegels in einer Ansammlung von Braunalgen. Bot. März 2004, 47, 410–416. [CrossRef]

35. Lopes, G.; Sousa, C.; Silva, LR; Pinto, E.; Andrade, PB; Bernardo, J.; Mouga, T.; Valentão, P. Können gereinigte Phlorotannin-Extrakte eine neuartige pharmakologische Alternative für mikrobielle Infektionen mit damit verbundenen entzündlichen Erkrankungen darstellen? PLoS ONE 2012, 7, e31145. [CrossRef]

36. Obluchinskaya, ED; Pozharitskaya, ON; Zakharov, DV; Flisjuk, EV; Terninko, II; Generalova, YE; Smekhova, IE; Shikov, AN Die biochemische Zusammensetzung und die antioxidativen Eigenschaften von Fucus vesiculosus aus der Arktis. Mar. Drugs 2022, 20, 193. [CrossRef]

37. Pedersen, A. Studien zum Phenolgehalt und zur Schwermetallaufnahme in Fucoiden. Im Elften Internationalen Algensymposium. Entwicklungen in der Hydrobiologie; Bird, CJ, Ragan, MA, Hrsg.; Springer: Dordrecht, Niederlande, 1984; Band 22, S. 498–504.

38. Connan, S.; Stengel, DB Auswirkungen von Salzgehalt und Kupfer in der Umgebung auf Braunalgen: 2. Interaktive Auswirkungen auf den Phenolpool und Bewertung der Metallbindungskapazität von Phlorotannin. Aquat. Toxicol. 2011, 104, 1–13. [CrossRef] [PubMed]

39. Kamiya, M.; Nishio, T.; Yokoyama, A.; Yatsuya, K.; Nishigaki, T.; Yoshikawa, S.; Ohki, K. Saisonale Variation von Phlorotannin in Sargassaceen-Arten von der Küste des Japanischen Meeres. Phykol. Res. 2010, 58, 53–61. [CrossRef]

40. Ragan, MA; Jensen, A. Quantitative Studien zu Braunalgenphenolen. II. Saisonale Variation des Polyphenolgehalts von Ascophyllum Nodosum (L.) Le Jol. und Fucus vesiculosus (L.). J. Exp. Mar. Biol. Ökologisch. 1978, 34, 245–258. [CrossRef]

41. Pavia, H.; Toth, GB Einfluss von Licht und Stickstoff auf den Phlorotanningehalt der Braunalgen Ascophyllum nodosum und Fucus vesiculosus. Hydrobiologia 2000, 440, 299–305. [CrossRef]

42. Pavia, H.; Brock, E. Extrinsische Faktoren, die die Phlorotanninproduktion in der Braunalge Ascophyllum nodosum beeinflussen. März Ecol. Prog. Ser. 2000, 193, 285–294. [CrossRef]

43. Tala, F.; Velásquez, M.; Mansilla, A.; Macaya, EC; Thiel, M. Breitengradige und saisonale Auswirkungen auf die kurzfristige Akklimatisierung schwimmender Kelp-Arten aus dem Südostpazifik. J. Exp. Mar. Biol. Ökologisch. 2016, 483, 31–41. [CrossRef]

44. Sardari, RRRR; Prothmann, J.; Gregersen, O.; Turner, C.; Karlsson, EN Identifizierung von Phlorotanninen in Braunalgen, Saccharina Latissima und Ascophyllum nodosum durch Ultrahochleistungsflüssigkeitschromatographie gekoppelt mit hochauflösender Tandem-Massenspektrometrie. Moleküle 2021, 26, 43. [CrossRef]

45. Tierney, MS; Soler-Vila, A.; Rai, DK; Croft, AK; Brunton, NP; Smyth, TJ UPLC-MS-Profilierung von Phlorotannin-Polymeren mit niedrigem Molekulargewicht in Ascophyllum nodosum, Pelvetia canaliculata und Fucus spiralis. Metabolomics 2014, 10, 524–535. [CrossRef]

46. ​​Catarino, MD; Silva, AAMS; Cruz, MT; Mateus, N.; Silva, AAMS; Cardoso, SM Phlorotannine aus Fucus vesiculosus: Modulation der Entzündungsreaktion durch Blockierung des NF-KB-Signalwegs. Int. J. Mol. Wissenschaft. 2020, 21, 6897. [CrossRef]

47. Ferreres, F.; Lopes, G.; Gil-Izquierdo, A.; Andrade, PB; Sousa, C.; Mouga, T.; Valentão, P. Phlorotannin-Extrakte aus Fucales, charakterisiert durch HPLC-DAD-ESI-MSn: Ansätze zur Hemmkapazität und antioxidativen Eigenschaften von Hyaluronidase. Mar. Drugs 2012, 10, 2766–2781. [CrossRef]

48. Catarino, MD; Silva, AMS; Mateus, N.; Cardoso, SM Optimierung der Extraktion von Phlorotanninen aus Fucus vesiculosus und Bewertung ihres Potenzials zur Vorbeugung von Stoffwechselstörungen. Mar. Drugs 2019, 17, 162. [CrossRef] [PubMed]

49. Li, Y.; Fu, X.; Duan, D.; Liu, X.; Xu, JJJ; Gao, X. Extraktion und Identifizierung von Phlorotanninen aus der Braunalge Sargassum fusiform (Harvey) Setchell. Mar. Drugs 2017, 15, 49. [CrossRef] [PubMed]

50. Wang, T.; Jónsdóttir, R.; Liu, H.; Gu, L.; Kristinsson, HG; Raghavan, S.; Ólafsdóttir, G. Antioxidative Kapazitäten von Phlorotanninen, die aus der Braunalge Fucus vesiculosus gewonnen werden. J. Agrar. Lebensmittelchem. 2012, 60, 5874–5883. [CrossRef] [PubMed]

51. Obluchinskaya, ED; Daurtseva, AV; Pozharitskaya, ON; Flisjuk, EV; Shikov, AN Natürliche tiefeutektische Lösungsmittel als Alternativen zur Extraktion von Phlorotanninen aus Braunalgen. Pharm. Chem. J. 2019, 53, 243–247. [CrossRef]

52. Kadam, SU; Tiwari, BK; O'Donnell, CP; O'Donnell, CP Anwendung neuartiger Extraktionstechnologien für Bioaktivstoffe aus Meeresalgen. J. Agrar. Lebensmittelchem. 2013, 61, 4667–4675. [CrossRef] [PubMed]

53. Michalak, I.; Chojnacka, K. Algenextrakte: Technologie und Fortschritte. Ing. Lebenswissenschaft. 2014, 14, 581–591. [CrossRef]

54. Grosso, C.; Valentão, P.; Ferreres, F.; Andrade, PB; Mayer, AM Alternative und effiziente Extraktionsmethoden für aus dem Meer stammende Verbindungen. Mar. Drugs 2015, 13, 3182–3230. [CrossRef]

55. Meng, W.; Mu, T.; Sun, H.; Garcia-Vaquero, M. Phlorotannine: Ein Überblick über Extraktionsmethoden, Strukturmerkmale, Bioaktivitäten, Bioverfügbarkeit und zukünftige Trends. Algenres. 2021, 60, 102484. [CrossRef]

56. Lopes, G.; Barbosa, M.; Andrade, PB; Valentão, P. Phlorotannine aus Fucales: Potenzial zur Kontrolle von Hyperglykämie und diabetesbedingten Gefäßkomplikationen. J. Appl. Phykol. 2019, 31, 3143–3152. [CrossRef]

57. Obluchinskaya, ED; Pozharitskaya, ON; Zakharova, LV; Daurtseva, AV; Flisjuk, EV; Shikov, AN Wirksamkeit natürlicher tiefeutektischer Lösungsmittel zur Extraktion hydrophiler und lipophiler Verbindungen aus Fucus vesiculosus. Moleküle 2021, 26, 4198. [CrossRef]

58. Habeebullah, SFK; Alagarsamy, S.; Sattari, Z.; Al-Haddad, S.; Fachraldeen, S.; Al-Ghunaim, A.; Al-Yamani, F. Enzymunterstützte Extraktion bioaktiver Verbindungen aus Braunalgen und Charakterisierung. J. Appl. Phykol. 2020, 32, 615–629. [CrossRef]

59. Ank, G.; Antônio Perez Da Gama, B.; Pereira, RC Breitengradvariation im Phlorotanningehalt von Braunalgen im Südwestatlantik. PeerJ 2019, 7, e7379. [CrossRef] [PubMed]

60. Tabassum, MR; Xia, A.; Murphy, JD Saisonale Variation der chemischen Zusammensetzung und Biomethanproduktion aus der Braunalge Ascophyllum nodosum. Bioresour. Technol. 2016, 216, 219–226. [CrossRef]

61. Hermund, DB; Heung, SY; Thomsen, BR; Akoh, CC; Jacobsen, C. Verbesserung der oxidativen Stabilität von Hautpflegeemulsionen mit antioxidativen Extrakten aus der Braunalge Fucus vesiculosus. Marmelade. Ölchem. Soc. 2018, 95, 1509–1520. [CrossRef]

62. Ummat, V.; Tiwari, BK; Jaiswal, AK; Condon, K.; Garcia-Vaquero, M.; O'Doherty, J.; O'Donnell, C.; Rajauria, G. Optimierung der Ultraschallfrequenz, der Extraktionszeit und des Lösungsmittels zur Gewinnung von Polyphenolen, Phlorotanninen und der damit verbundenen antioxidativen Aktivität aus Braunalgen. Mar. Drugs 2020, 18, 250. [CrossRef]

63. Sumampouw, GA; Jacobsen, C.; Getachew, AT Optimierung der Extraktion phenolischer Antioxidantien aus Fucus vesiculosus durch Extraktion mit unter Druck stehender Flüssigkeit. J. Appl. Phykol. 2021, 33, 1195–1207. [CrossRef]

64. Yuan, Y.; Zhang, J.; Fan, J.; Clark, J.; Shen, P.; Li, Y.; Zhang, C. Mikrowellenunterstützte Extraktion phenolischer Verbindungen aus vier wirtschaftlichen Braunalgenarten und Bewertung ihrer antioxidativen Aktivitäten und hemmenden Wirkungen auf -Amylase, -Glucosidase, Pankreas-Lipase und Tyrosinase. Lebensmittelres. Int. 2018, 113, 288–297. [CrossRef]

65. ˇCagalj, M.; Skroza, D.; Tabanelli, G.; Özogul, F.; Šimat, V. Maximierung der antioxidativen Kapazität von Padina pavonica durch Auswahl der richtigen Trocknungs- und Extraktionsmethoden. Prozesse 2021, 9, 587. [CrossRef]

66. Amarante, SJ; Catarino, MD; Marçal, C.; Silva, AMS; Ferreira, R.; Cardoso, SM Mikrowellenunterstützte Extraktion von Phlorotanninen aus Fucus vesiculosus. Mar. Drugs 2020, 18, 559. [CrossRef]

67. Bian, C.; Gao, J.; Leng, X.; Sun, C.; Dai, L.; Xu, Z. Feuchtigkeitsspeichernde Flüssigkeit und Verfahren zu ihrer Herstellung. Chinesisches Patent CN103520065A, 22. Januar 2014.

68. da Silva, JRM; Alves, CMM; Pinteus, SFG; Martins, AIM; Freitas, RPF; Pedrosa, RFP-Verfahren zur Gewinnung eines mit Phlorotannin angereicherten Extrakts mit antienzymatischer Wirkung zur Verwendung in der Dermatologie. Europäisches Patent EP3910064, 17. November 2021.

69. Prigent, A. Methode zur Gewinnung von Extrakten aus Meeresalgen. Internationales Patent WO2015071477A1, 21. Mai 2015.

70. Stiger-Poivreau, V.; Connan, S.; Gager, L.; Coiffard, L.; Couteau, C.; Decoster, S.; Gombault, LN; Coterei, C.; Mahe, A. Braunalgenextrakte einschließlich phenolischer Verbindungen und ihre kosmetischen Anwendungen. Französisches Patent FR3095348A1, 30. Oktober 2020.

71. Tae, HL; Lee, JM; Park, SY Verfahren zur Herstellung von enzymbehandelten Hizikia fusiforme-Extrakten mit immunstärkender Wirkung und eines funktionellen Lebensmittels und einer pharmazeutischen Zusammensetzung, die diese umfasst. Koreanisches Patent KR20140032101A, 14. März 2014.

72. Liu, X.; Yuan, W.; Sharma-shivappa, R.; Zanten, J. Van Antioxidative Aktivität von Phlorotanninen aus Braunalgen. Int. J. Agrar. Biol. Ing. 2017, 10, 184–191. [CrossRef]

73. Abdelhamid, A.; Jouini, M.; Bel Haj Amor, H.; Mzoughi, Z.; Dridi, M.; Ben Said, R.; Bouraoui, A. Phytochemische Analyse und Bewertung des antioxidativen, entzündungshemmenden und antinozizeptiven Potenzials von Phlorotannin-reichen Fraktionen aus drei mediterranen Braunalgen. Mar. Biotechnologie. 2018, 20, 60–74. [CrossRef] [PubMed]

74. Lamuela-Raventós, RM Folin-Ciocalteu-Methode zur Messung des Gesamtphenolgehalts und der antioxidativen Kapazität. Zur Messung der antioxidativen Aktivität und Kapazität: Aktuelle Trends und Anwendungen; John Wiley & Sons, Ltd.: Hoboken, NJ, USA, 2017; S. 107–115. ISBN 9781119135388.

75. Cotas, J.; Leandro, A.; Monteiro, P.; Pacheco, D.; Figueirinha, A.; Gonc ˛alves, AMM; da Silva, GJ; Pereira, L. Algenphenole: Von der Extraktion bis zur Anwendung. Mar. Drugs 2020, 18, 384. [CrossRef] [PubMed]

76. Everette, JD; Bryant, QM; Grün, AM; Abbey, YA; Wangila, GW; Walker, RB Gründliche Untersuchung der Reaktivität verschiedener Verbindungsklassen gegenüber dem Folin-Ciocalteu-Reagenz. J. Agrar. Lebensmittelchem. 2010, 58, 8139–8144. [CrossRef] [PubMed]

77. Stern, JL; Hagerman, AE; Steinberg, PD; Winter, FC; Estes, JA Ein neuer Assay zur Quantifizierung von Phlorotanninen aus Braunalgen und Vergleiche mit früheren Methoden. J. Chem. Ökologisch. 1996, 22, 1273–1293. [CrossRef]

78. Steevensz, AJ; MacKinnon, SL; Hankinson, R.; Handwerk, C.; Connan, S.; Stengel, DB; Melanson, JE Profilierung von Phlorotanninen in braunen Makroalgen durch Flüssigchromatographie – hochauflösende Massenspektrometrie. Phytochem. Anal. 2012, 23, 547–553. [CrossRef]

79. Agregán, R.; Munekata, PES; Franco, D.; Dominguez, R.; Carballo, J.; Lorenzo, JM Phenolische Verbindungen aus drei Braunalgenarten mittels LC-DAD–ESI-MS/MS. Lebensmittelres. Int. 2017, 99, 979–985. [CrossRef]

80. Glombitza, KW; Schmidt, A. Trihydroxyphlorethole aus der Braunalge Carpophyllum angustifolium. Phytochemistry 1999, 51, 1095–1100. [CrossRef]

81. Sailler, B.; Glombitza, KW Phlorethole und Fucophlorethole aus der Braunalge Cystophora retroflexa. Phytochemistry 1999, 50, 869–881. [CrossRef]

82. Glombitza, KW; Keusgen, M.; Hauperich, S. Fucophlorethole aus den Braunalgen Sargassum spinuligerum und Cystophora torulosa. Phytochemistry 1997, 46, 1417–1422. [CrossRef]

83. Glombitza, KW; Keusgen, M. Fuhalole und Deshydroxyfuhalole aus der Braunalge Sargassum spinuligerum. Phytochemistry 1995, 38, 987–995. [CrossRef]

84. Glombitza, KW; Schmidt, A. Nichthalogenierte und halogenierte Phlorotannine aus der Braunalge Carpophyllum angustifolium. J. Nat. Prod. 1999, 62, 1238–1240. [CrossRef]

85. Koch, M.; Gregson, RP Bromierte Phlorethole und nichthalogenierte Phlorotannine aus der Braunalge Cystophora verstopft. Phytochemistry 1984, 23, 2633–2637. [CrossRef]

86. Sailler, B.; Glombitza, KW Halogenierte Phlorethole und Fucophlorethole aus der Braunalge Cystophora retroflexa. Nat. Toxins 1999, 7, 57–62. [CrossRef]

87. Koivikko, R.; Loponen, J.; Pihlaja, K.; Jormalainen, V. Hochleistungsflüssigchromatographische Analyse von Phlorotanninen aus der Braunalge Fucus vesiculosus. Phytochem. Anal. 2007, 18, 326–332. [CrossRef] [PubMed]

88. Corona, G.; Ji, Y.; Anegboonlap, P.; Hotchkiss, S.; Gill, C.; Yaqoob, P.; Spencer, JPE; Rowland, I. Gastrointestinale Veränderungen und Bioverfügbarkeit von Phlorotanninen aus Braunalgen und Auswirkungen auf Entzündungsmarker. Br. J. Nutr. 2016, 115, 1240–1253. [CrossRef] [PubMed]

89. Sentkowska, A.; Pyrzynska, K. HILIC-Chromatographie: Leistungsstarke Technik zur Analyse von Polyphenolen. In Polyphenolen in Pflanzen; Academic Press: Cambridge, MA, USA, 2019; S. 341–351. [CrossRef]

90. Marrubini, G.; Appelblad, P.; Maietta, M.; Papetti, A. Hydrophile Interaktionschromatographie in der Analyse von Lebensmittelmatrizen: Eine aktualisierte Übersicht. Lebensmittelchem. 2018, 257, 53–66. [CrossRef]

91. Pyrzynska, K.; Sentkowska, A. Aktuelle Entwicklungen bei der HPLC-Trennung phenolischer Lebensmittelverbindungen. Krit. Rev. Anal. Chem. 2015, 45, 41–51. [CrossRef]

92. Montero, L.; Sánchez-Camargo, AP; García-Cañas, V.; Tanniou, A.; Stiger-Pouvreau, V.; Russo, M.; Rastrelli, L.; Cifuentes, A.; Herrero, M.; Ibáñez, E. Antiproliferative Aktivität und chemische Charakterisierung durch umfassende zweidimensionale Flüssigkeitschromatographie gekoppelt mit Massenspektrometrie von Phlorotanninen aus der braunen Makroalga Sargassum muticum, gesammelt an Nordatlantikküsten. J. Chromatogr. 2016, 1428, 115–125. [CrossRef]

93. Swartz, M. HPLC-Detektoren: Ein kurzer Überblick. J. Liq. Chromatogr. Verwandt. Technol. 2010, 33, 1130–1150. [CrossRef]

94. Vissers, AM; Caligiani, A.; Sforza, S.; Vincken, JP; Gruppen, H. Phlorotannin-Zusammensetzung von Laminaria digitata. Phytochem. Anal. 2017, 28, 487–495. [CrossRef]

95. Olate-Gallegos, C.; Barriga, A.; Vergara, C.; Fredes, C.; García, P.; Giménez, B.; Robert, P. Identifizierung von Polyphenolen aus chilenischen Braunalgenextrakten mittels LC-DAD-ESI-MS/MS. J. Aquat. Lebensmittelprod. Technol. 2019, 28, 375–391. [CrossRef]

96. Catarino, MD; Fernandes, I.; Oliveira, H.; Carrascal, M.; Ferreira, R.; Silva, AMS; Cruz, MT; Mateus, N.; Cardoso, SM Antitumoraktivität von aus Fucus vesiculosus stammenden Phlorotanninen durch Aktivierung apoptotischer Signale in Magen- und Darmtumorzelllinien. Int. J. Mol. Wissenschaft. 2021, 22, 7604. [CrossRef] [PubMed]

97. Audibert, L.; Fauchon, M.; Blanc, N.; Hauchard, D.; Ar Gall, E.; Gall, EA Phenolische Verbindungen in der Braunalge Ascophyllum nodosum: Verteilung und Radikalfängeraktivitäten. Phytochem. Anal. 2010, 21, 399–405. [CrossRef]

98. Heffernan, N.; Brunton, NP; FitzGerald, RJ; Smyth, TJ Profilierung des Molekulargewichts und der strukturellen Isomerenhäufigkeit von aus Makroalgen stammenden Phlorotanninen. Mar. Drugs 2015, 13, 509–528. [CrossRef]

99. Kirke, DA; Smyth, TJ; Rai, DK; Kenny, O.; Stengel, DB Die chemische und antioxidative Stabilität isolierter Phlorotannine mit niedrigem Molekulargewicht. Lebensmittelchem. 2017, 221, 1104–1112. [CrossRef] [PubMed]

100. Zhang, R.; Yuen, AKL; Magnusson, M.; Wright, JT; de Nys, R.; Masters, AF; Maschmeyer, T. Eine vergleichende Bewertung der Aktivität und Struktur von Phlorotanninen aus der Braunalge Carpophyllum flexuosum. Algenres. 2018, 29, 130–141. [CrossRef]

101. Allwood, JW; Evans, H.; Austin, C.; McDougall, GJ Extraktion, Anreicherung und LC-MSn-basierte Charakterisierung von Phlorotanninen und verwandten Phenolen aus der Braunalge Ascophyllum nodosum. Mar. Drugs 2020, 18, 448. [CrossRef]

102. Koivikko, R.; Eränen, JK; Loponen, J.; Jormalainen, V. Variation der Phlorotannine in drei Populationen von Fucus vesiculosus, wie durch HPLC und kolorimetrische Quantifizierung aufgedeckt. J. Chem. Ökologisch. 2008, 34, 57–64. [CrossRef]

103. Kirke, DA; Rai, DK; Smyth, TJ; Stengel, DB Eine Bewertung der zeitlichen Variation in den Phlorotanninprofilen mit niedrigem Molekulargewicht in vier intertidalen braunen Makroalgen. Algenres. 2019, 41, 101550. [CrossRef]

104. Parys, S.; Kehraus, S.; Krick, A.; Glombitza, KW; Carmeli, S.; Klimo, K.; Gerhäuser, C.; König, GM In vitro chemopräventives Potenzial von Fucophloretholen aus der Braunalge Fucus vesiculosus L. durch antioxidative Aktivität und Hemmung ausgewählter Cytochrom P450-Enzyme. Phytochemistry 2010, 71, 221–229. [CrossRef]

105. Hermund, DB; Plaza, M.; Turner, C.; Jónsdóttir, R.; Kristinsson, HG; Jacobsen, C.; Nielsen, KF Strukturabhängige antioxidative Kapazität von Phlorotanninen aus isländischem Fucus vesiculosus mittels UHPLC-DAD-ECD-QTOFMS. Lebensmittelchem. 2018, 240, 904–909. [CrossRef] [PubMed]

106. Ovchinnikov, DV; Bogolizyn, KG; Druzhinina, AS; Kaplitsin, PA; Parshina, AE; Pikowski, II; Khoroshev, OY; Turova, PN; Stavrianidi, AN; Shpigun, OA Untersuchung von Polyphenolkomponenten in Extrakten arktischer Braunalgen vom Typ Fucus vesiculosus mittels Flüssigkeitschromatographie und Massenspektrometrie. J. Anal. Chem. 2020, 75, 633–639. [CrossRef]

107. Kellogg, J.; Grace, MH; Lila, MA Phlorotannine aus Alaska-Algen hemmen die Aktivität karbolytischer Enzyme. Mar. Drugs 2014, 12, 5277–5294. [CrossRef] [PubMed]

108. Kellogg, J.; Esposito, D.; Grace, MH; Komarnytsky, S.; Lila, MA Alaska-Algen senken die Entzündung in RAW 264.7-Makrophagen und verringern die Lipidansammlung in 3T3-L1-Adipozyten. J. Funktion Lebensmittel 2015, 15, 396–407. [CrossRef]

109. Baldrick, FR; McFadden, K.; Ibars, M.; Sung, C.; Moffatt, T.; Megarry, K.; Thomas, K.; Mitchell, P.; Wallace, JMW; Pourshahidi, LK; et al. Einfluss eines (poly)phenolreichen Extrakts aus der Braunalge Ascophyllum nodosum auf DNA-Schäden und antioxidative Aktivität in einer übergewichtigen oder fettleibigen Bevölkerung: Eine randomisierte kontrollierte Studie. Bin. J. Clin. Nutr. 2018, 108, 688–700. [CrossRef]

110. Vázquez-Rodríguez, B.; Gutiérrez-Uribe, JA; Antunes-Ricardo, M.; Santos-Zea, L.; Cruz-Suárez, LE Ultraschallgestützte Extraktion von Phlorotanninen und Polysacchariden aus Silvetia compressa (Phaeophyceae). J. Appl. Phykol. 2020, 32, 1441–1453. [CrossRef]

111. Keusgen, M.; Glombitza, KW Phlorethole, Fuhalole und ihre Derivate aus der Braunalge Sargassum spinuligerum. Phytochemistry 1995, 38, 975–985. [CrossRef]

112. Keusgen, M.; Glombitza, KW Pseudofuhalole aus der Braunalge Sargassum spinuligerum. Phytochemistry 1997, 46, 1403–1415. [CrossRef]

113. Vijayan, R.; Chitra, L.; Penislusshiyan, S.; Palvannan, T. Erforschung der bioaktiven Fraktion von Sargassum wightii: In-vitro-Aufklärung der Hemmung und des antioxidativen Potenzials des Angiotensin-i-Converting-Enzyms. Int. J. Food Prop. 2018, 21, 674–684. [CrossRef]

114. Kord, A.; Foudil-Cherif, Y.; Amiali, M.; Boumechhour, A.; Benfares, R. Zusammensetzung der Phlorotannine, Radikalfängerkapazität und reduzierende Wirkung von Phenolen aus der Braunalge Cystoseira sauvageauana. J. Aquat. Lebensmittelprod. Technol. 2021, 30, 426–438. [CrossRef]

115. Gheda, S.; Naby, MA; Mohamed, T.; Pereira, L.; Khamis, A. Antidiabetische und antioxidative Aktivität von Phlorotanninen, die aus der Braunalge Cystoseira compressa bei Streptozotocin-induzierten diabetischen Ratten extrahiert wurden. Umgebung. Wissenschaft. Umweltverschmutzung. Res. 2021, 28, 22886–22901. [CrossRef] [PubMed]

116. Trifan, A.; Vasincu, A.; Luca, SV; Neophytou, C.; Wolfram, E.; Opitz, SEW; Sava, D.; Bucur, L.; Cioroiu, BI; Miron, A.; et al. Erschließung des Potenzials von Algen an der Schwarzmeerküste Rumäniens als Quellen bioaktiver Verbindungen. Teil I: Cystoseira barbata (Stackhouse) C. Agardh. Lebensmittelchem. Toxicol. 2019, 134, 110820. [CrossRef] [PubMed]

117. Gonçalves-Fernández, C.; Sineiro, J.; Moreira, R.; Gualillo, O. Extraktion und Charakterisierung von mit Phlorotannin angereicherten Fraktionen aus der atlantischen Meeresalge Bifurcaria bifurcata und Bewertung ihrer zytotoxischen Aktivität in murinen Zelllinien. J. Appl. Phykol. 2019, 31, 2573–2583. [CrossRef]

118. Catarino, MD; Alves-Silva, JM; Falcão, SI; Vilas-Boas, M.; Jordão, M.; Cardoso, SM Chromatographie als Werkzeug zur Identifizierung bioaktiver Verbindungen in Honigbienenprodukten botanischen Ursprungs. In Chemie, Biologie und möglichen Anwendungen von aus Honigbienen gewonnenen Produkten; Cardoso, SM, Silva, AMS, Hrsg.; Bentham Science Publishers: Sharjah, Vereinigte Arabische Emirate, 2016; S. 89–149. ISBN 9781681082370.

119. Ford, L.; Theodoridou, K.; Sheldrake, GN; Walsh, PJ Eine kritische Übersicht über analytische Methoden zur chemischen Charakterisierung und Quantifizierung von Phlorotanninverbindungen in Braunalgen. Phytochem. Anal. 2019, 30, 587–599. [CrossRef] [PubMed]

120. Isaza Martínez, JH; Torres Castañeda, HG Herstellung und chromatographische Analyse von Phlorotanninen. J. Chromatogr. Wissenschaft. 2013, 51, 825–838. [CrossRef]

121. Rajauria, G. Optimierung und Validierung der Umkehrphasen-HPLC-Methode zur qualitativen und quantitativen Bewertung von Polyphenolen in Meeresalgen. J. Pharm. Biomed. Anal. 2018, 148, 230–237. [CrossRef]

122. Kumar, Y.; Singhal, S.; Tarafdar, A.; Pharande, A.; Ganesan, M.; Badgujar, PC Ultraschallunterstützte Extraktion ausgewählter essbarer Makroalgen: Auswirkung auf die antioxidative Aktivität und quantitative Bewertung von Polyphenolen durch Flüssigkeitschromatographie mit Tandem-Massenspektrometrie (LC-MS/MS). Algenres. 2020, 52, 102114. [CrossRef]

123. Catarino, DM; Silva, MA; Cardoso, MS Fucaceae: Eine Quelle bioaktiver Phlorotannine. Int. J. Mol. Wissenschaft. 2017, 18, 1327. [CrossRef]

124. Pantidos, N.; Boath, A.; Lund, V.; Conner, S.; McDougall, GJ Phenolreiche Extrakte aus essbaren Meeresalgen, Ascophyllum nodosum, hemmen -Amylase und -Glucosidase: Mögliche antihyperglykämische Wirkung. J. Funktion Lebensmittel 2014, 10, 201–209. [CrossRef]

125. Karthik, R.; Manigandan, V.; Sheeba, R.; Saravanan, R.; Rajesh, PR Strukturelle Charakterisierung und vergleichende biomedizinische Eigenschaften von Phloroglucinol aus indischen Braunalgen. J. Appl. Phykol. 2016, 28, 3561–3573. [CrossRef]

126. Parys, S.; Kehraus, S.; Pete, R.; Küpper, FC; Glombitza, K.-W.; König, GM Saisonale Variation von Polyphenolen in Ascophyllum nodosum (Phaeophyceae). EUR. J. Physiol. 2009, 44, 331–338. [CrossRef]

127. Shrestha, S.; Zhang, W.; Smid, SD Phlorotannine: Ein Überblick über Biosynthese, Chemie und Bioaktivität. Lebensmittelbiowissenschaften. 2021, 39, 100832. [CrossRef]

128. Erpel, F.; Mateos, R.; Pérez-Jiménez, J.; Pérez-Correa, JR Phlorotannine: Von der Isolierung und strukturellen Charakterisierung bis zur Bewertung ihres antidiabetischen und krebsbekämpfenden Potenzials. Lebensmittelres. Int. 2020, 137, 109589. [CrossRef] [PubMed]

129. Jégou, C.; Kervarec, N.; Cérantola, S.; Bihannic, I.; Stiger-Pouvreau, V. NMR-Nutzung zur Quantifizierung von Phlorotanninen: Der Fall von Cystoseira tamariscifolia, einer Phloroglucinol produzierenden braunen Makroalge in der Bretagne (Frankreich). Talanta 2015, 135, 1–6. [CrossRef]

130. Jégou, C.; Culioli, G.; Kervarec, N.; Simon, G.; Stiger-Pouvreau, V. LC/ESI-MSn- und 1H-HR-MAS-NMR-Analysemethoden als nützliche taxonomische Werkzeuge innerhalb der Gattung Cystoseira C. Agardh (Fucales; Phaeophyceae). Talanta 2010, 83, 613–622. [CrossRef]

131. Ford, L.; Stratakos, AC; Theodoridou, K.; Dick, JTA; Sheldrake, GN; Linton, M.; Corcionivoschi, N.; Walsh, PJ Polyphenole aus Braunalgen als potenzieller antimikrobieller Wirkstoff in Tierfuttermitteln. ACS Omega 2020, 5, 9093–9103. [CrossRef]

132. Glombitza, KW; Rosener, HU; Müller, D. Bifuhalol Und Diphlorethol Aus Cystoseira tamariscifolia. Phytochemistry 1975, 14, 1115–1116. [CrossRef]

133. Jacobsen, C.; Sørensen, A.-DM; Holdt, SL; Akoh, CC; Hermund, DB Charakterisierung und Anwendungen neuartiger Antioxidantien aus Meeresalgen. Annu. Rev. Food Sci. Technol. 2019, 10, 541–568. [CrossRef]

134. Mateos, R.; Pérez-Correa, JR; Domínguez, H. Bioaktive Eigenschaften mariner Phenole. Mar. Drugs 2020, 18, 501. [CrossRef]

135. Glombitza, KW; Hauperich, S.; Keusgen, M. Phlorotannine aus den Braunalgen Cystophora torulosa und Sargassum spinuligerum. Nat. Toxins 1997, 5, 58–63. [CrossRef]

136. Koch, M.; Glombitza, KW; Rösener, HU Polyhydroxyphenylether aus Bifurcaria bifurcata. Phytochemistry 1981, 20, 1373–1379. [CrossRef]

137. Cérantola, S.; Breton, F.; Gall, EA; Deslandes, E. Gleichzeitiges Vorkommen und antioxidative Aktivitäten der Fucol- und Fucophlorethol-Klassen polymerer Phenole in Fucus spiralis. Bot. März 2006, 49, 347–351. [CrossRef]

138. McInnes, AG; Ragan, MA; Smith, DG; Walter, JA Die hochmolekularen Polyphloroglucinole der marinen Braunalge Fucus vesiculosus L. 1H- und 13C-Kernspinresonanzspektroskopie. Dürfen. J. Chem. 1985, 63, 304–313. [CrossRef]

139. le Lann, K.; Surget, G.; Couteau, C.; Coiffard, L.; Cérantola, S.; Gaillard, F.; Larnicol, M.; Zubia, M.; Guérard, F.; Poupart, N.; et al. Sonnenschutz-, Antioxidans- und Bakterizidkapazitäten von Phlorotanninen aus der braunen Makroalge Halidrys siliquosa. J. Appl. Phykol. 2016, 28, 3547–3559. [CrossRef]








Das könnte dir auch gefallen