Golgi Alpha1,2-Mannosidase IA fördert den effizienten endoplasmatischen Retikulum-assoziierten Abbau von NKCC2

Abstrakt

Mutationen im apikal gelegenen Nieren-Na-K{1}}Cl-Cotransporter NKCC2 verursachen das Bartter-Syndrom Typ I, eine lebensbedrohliche Nierenerkrankung. Wir haben zuvor gezeigt, dass der Transport aus dem ER die limitierende Phase auf dem Weg von NKCC2 zur Zelloberfläche darstellt. Über die für NKCC2 und seine krankheitsverursachenden Mutanten spezifischen ER-Qualitätskontrollkomponenten ist jedoch nur sehr wenig bekannt. Hier berichten wir über die Identifizierung von Golgi alpha1, 2-Mannosidase IA (ManIA) als neuartigen Bindungspartner der unreifen Form von NKCC2. Die Interaktion von ManIA mit NKCC2 findet hauptsächlich im cis-Golgi-Netzwerk statt. Die ManIA-Koexpression verringerte die Gesamthäufigkeit des NKCC2-Proteins, wohingegen der ManIA-Knockdown den gegenteiligen Effekt hervorrief. Wichtig ist, dass die ManIA-Koexpression einen tiefgreifenderen Einfluss auf die NKCC2-Faltungsmutanten hatte. Der Cycloheximid-Chase-Assay zeigte, dass in Zellen, die ManIA überexprimieren, die Stabilität und Reifung von NKCC2 stark beeinträchtigt sind. Durch die Löschung der zytoplasmatischen Region von ManIA wurde dessen Interaktion mit NKCC2 abgeschwächt und seine Wirkung auf die Reifung des Cotransporters gehemmt. ManIA-induzierte Verringerungen der NKCC2-Expression wurden durch den Proteasom-Inhibitor MG132 ausgeglichen. Ebenso reduzierte die Behandlung mit Kifunensin den ManIA-Effekt erheblich, was stark darauf hindeutet, dass Mannose-Trimming an der verstärkten ERAD des Cotransporters beteiligt ist. Darüber hinaus wurde durch den Entzug der katalytischen Domäne von ManIA dessen Wirkung auf NKCC2 vollständig aufgehoben. Zusammenfassend belegen unsere Daten das Vorhandensein eines ManIA-vermittelten ERAD-Signalwegs in Nierenzellen, der die Retention und den Abbau fehlgefalteter NKCC2-Proteine ​​fördert. Sie schlagen ein Modell vor, bei dem Golgi ManIA zur ERAD von NKCC2 beiträgt, indem es die Retention, das Recycling und die ERAD von fehlgefalteten Proteinen fördert, die zunächst der Überwachung der Proteinqualitätskontrolle im ER entgehen.

Schlüsselwörter

Niere; NKCC2; Kontrolle der Proteinqualität; ERAD; Golgi; alpha1,2-Mannosidase IA; Membran; Handel; Bartter-Syndrom; Hypertonie

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Einführung

Der Natriumhaushalt und seine Regulierung durch die Niere durch Regulierung des extrazellulären Volumens sind ein entscheidender Faktor für die langfristige Kontrolle des Blutdrucks (BP), wie seltene monogene Syndrome zeigen, die den Umgang mit Nierensalz beeinträchtigen und den Blutdruck erheblich verändern [1, 2]. Obwohl mehrere Faktoren zur Pathogenese und Aufrechterhaltung des Blutdruckanstiegs beitragen, geht man davon aus, dass renale Mechanismen eine primäre Rolle spielen, wie ursprünglich von Guyton angenommen [1]. Der dicke aufsteigende Schenkel der Henle-Schleife (TAL) der Niere ist für die Rückresorption von 20–30 Prozent der gefilterten NaCl-Fracht verantwortlich [3–5]. Auf molekularer Ebene wird die TAL-Na-Cl-Reabsorption durch den luminalen Na-K-2Cl-Cotransporter NKCC2 vermittelt [5]. Infolgedessen hat die NKCC2-Transportfunktion einen erheblichen Einfluss auf die endgültige Salzausscheidung im Urin und beeinflusst anschließend den langfristigen Natriumhaushalt im Blut [3,5]. Dementsprechend beeinflussen vererbte Variationen des Cotransporters und/oder seiner Regulatoren den Blutdruck beim Menschen [3,6–8]. Tatsächlich verursacht die Inaktivierung von NKCC2 das Bartter-Syndrom Typ I (BS1), eine lebensbedrohliche Nierenerkrankung mit niedrigem Blutdruck und Elektrolytstörungen [9], während die erhöhte Aktivität des Cotransporters mit hohem Blutdruck in Verbindung gebracht wurde [2,10– 13]. Darüber hinaus ist in mehreren Tiermodellen für salzempfindliche Hypertonie [14,15] die NKCC2-Proteinexpression erhöht und trägt zur Entwicklung von Hypertonie bei. Zusätzlich zu seiner Rolle bei der Blutdruckhomöostase ist die NKCC2-Aktivität auch für die Regulierung des Wasserhaushalts von wesentlicher Bedeutung [5,16]. Zur Unterstützung dieser Annahme führt die Inaktivierung von NKCC2 bei Patienten mit BS1 und BS5 zur Entwicklung einer schweren Polyurie [7,8,17]. Darüber hinaus wird die beeinträchtigte Harnkonzentrationsfähigkeit alternder Nieren zumindest teilweise auf den verringerten Spiegel des NKCC2-Proteins zurückgeführt [18,19]. Es ist hervorzuheben, dass NKCC2 in allen Tiermodellen für Bluthochdruck und Alterung offenbar hauptsächlich durch posttranslationale Mechanismen reguliert wird [5,16,19], was die Notwendigkeit unterstreicht, die Faktoren zu untersuchen, die die Biogenese und den Transport von NKCC2 regulieren. Dennoch waren unsere Kenntnisse über die molekularen Mechanismen, die dem intrazellulären Transport von Wildtyp- und mutierten NKCC2-Proteinen in Säugetierzellen zugrunde liegen, insbesondere über deren Regulierung durch Protein-Protein-Wechselwirkung, sehr dürftig. Darüber hinaus konzentrierte sich die überwiegende Mehrheit früherer Berichte hauptsächlich auf die Post-Golgi-Regulierung des Cotransporters, insbesondere durch Phosphorylierung [20–22], und daher ist heute nur sehr wenig über die Regulierung der Transporter am ER und vor Golgi bekannt Ebene.

Um korrekt zu funktionieren, muss NKCC2 richtig auf die apikale Zelloberfläche ausgerichtet und ausreichend exprimiert werden, damit sich TAL-Zellen angemessen an physiologische oder pathologische Herausforderungen anpassen können [3,23]. Wie bei allen Transmembranproteinen beginnt die Vorbereitung für den geeigneten Transport von NKCC2 zur Zellmembran mit der Synthese des Cotransporterproteins im endoplasmatischen Retikulum (ER) und setzt sich fort, während das Protein das Golgi-Netzwerk passiert [24,25]. Ebenso unterliegen NKCC2-Proteine, die in das endoplasmatische Retikulum (ER) transloziert werden, ähnlich wie praktisch alle Proteine, die für die Plasmamembran bestimmt sind, einer Qualitätskontrolle, sodass nur gefaltete Proteine ​​durch den Sekretionsweg bewegt werden [26,27]. Die Kontrolle der Proteinfaltung im ER hängt häufig mit der N-Glykosylierung zusammen, einer posttranslationalen Modifikation, die durch die kovalente Bindung eines spezifischen Oligosaccharids (Glc3Man9GlcNAc2) an ein entstehendes Protein ausgelöst wird [28,29]. Sobald dieses Oligosaccharid übertragen wird, folgen mehrere aufeinanderfolgende Schritte der Proteinreifung entlang des Sekretionsweges [28,30]. Nach der Entfernung von drei Glukoseresten und dem Beginn des Mannose-Trimmens im ER werden im Rahmen des Qualitätskontrollprozesses korrekt gefaltete Proteine ​​zur Reifung in den Golgi-Apparat übertragen [26,28]. N-Glykane mit hohem Mannosegehalt werden dann durch spezifische Mannosidasen wie Golgi 1,2-Mannosidasen im cis-Golgi weiter reduziert [31,32]. Die Zugabe von GlcNAc, Galactose, Sialinsäure und Fucosezucker erzeugt hybride und komplexe N-Glykane im medialen und trans-Golgi-Kompartiment [33,34]. Anschließend werden reife N-glykosylierte Proteine ​​gezielt an ihren endgültigen Bestimmungsort transportiert. Wenn der Faltungsprozess fehlschlägt, werden die terminalen Mannosereste aus der Kernglykanstruktur nach und nach abgeschnitten und defekte Proteine ​​werden über die Membran verlagert, um den Abbau des zytosolischen Proteasoms durch Mechanismen zu ermöglichen, die als ERAD (endoplasmatischer Retikulum-assoziierter Abbau [26,35]) bekannt sind. Die verbleibenden aberranten Proteine, die Aggregate bilden können oder von ERAD-Chaperonen nicht erkannt werden können, werden zur Clearance über Wege, die zusammen als ER-Seite bezeichnet werden, an Lysosomen abgegeben [36,37]. Dennoch können einige fehlgefaltete Proteine ​​dem ER entkommen und zum Golgi vordringen, wo sie einer Golgi-Qualitätskontrolle (GQC) unterzogen und zum Abbau auf Lysosom oder Proteasom gezielt werden (38). Sowohl Wildtyp- als auch mutierte Varianten von Transmembranproteinen unterliegen einer ER-Qualitätskontrolle und einem ER-Abbau. Das beste Beispiel ist das Chloridkanalprotein CFTR (Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator), das als erstes integrales Membran-ERAD-Substrat von Säugetieren charakterisiert wurde [39,40]. Unter normalen Bedingungen werden bis zu 70 Prozent des Wildtyp-CFTR durch ERAD abgebaut [39,40]. Noch beeindruckender ist, dass die Deletion von Phenylalanin 508 (∆F508), der CFTR-Mutation, die für Mukoviszidose verantwortlich ist, die Faltungseffizienz verringert, was dazu führt, dass fast 99 Prozent des mutierten CFTR abgebaut werden, bevor es die Plasmamembran erreichen kann [39,40]. Ähnlich wie bei CFTR und mehreren anderen Transmembranproteinen wie HERG (41), ROMK (42) und NCC (43) haben wir zuvor gezeigt, dass die meisten neu synthetisierten NKCC2-Proteine ​​im ER gefangen waren und für den Abbau bestimmt waren, einem Prozess Dabei handelt es sich hauptsächlich um den Proteasom-Weg [44–46]. ERAD beginnt mit der Erkennung eines fehlgefalteten Proteins durch molekulare Chaperone [47]. Die Art der an diesem Prozess beteiligten Chaperone hängt hauptsächlich von der Position der Faltungsläsion des Substrats ab, die entweder im ER-Lumen, in der ER-Membran oder im Zytoplasma auftreten kann [27,47]. Folglich wurden drei verschiedene ERAD-Wege vorgeschlagen: ERAD-L (ERAD von Substraten mit fehlgefalteten Läsionen im ER-Lumen), ERAD-M (Membran) und ERAD-C (Zytoplasma) [27,47,48]. Beispielsweise sind an der ERAD des entstehenden CFTR sowohl zytoplasmatische als auch ER-luminale Chaperone beteiligt [49]. Ebenso bindet NCC, ein weiteres Transmembranprotein, mehrere zytoplasmatische Chaperone für sein ERAD ein [43,50]. Ähnlich wie das verwandte nierenspezifische elektroneutrale NCC besitzt NKCC2 12 Transmembranregionen, zwei große zytoplasmatische Domänen und eine große ER-exponierte exofaziale Schleife [5]. Da NKCC2 Domänen im ER und im Zytoplasma enthält, ist eine Interaktion des Cotransporters mit molekularen ER-Chaperonen auf einer oder beiden Seiten der ER-Membran denkbar. Da die C-terminale Domäne von NKCC2 außerdem die vorherrschende zytoplasmatische Region ist [5], ist sie wahrscheinlich der Hauptort der Protein-Protein-Wechselwirkung und spielt daher eine herausragende Rolle bei der Biogenese und dem Transport des Cotransporters. In Übereinstimmung mit dieser Annahme haben wir zuvor mehrere Bindungspartner des NKCC2-C-Terminus identifiziert [46,51–53]. Unter anderem haben wir gezeigt, dass Aldolase B und SCAMP2 auf der Post-Golgi-Ebene an den C-Terminus von NKCC2 binden und die subzelluläre Umverteilung des Cotransporters regulieren [51,52]. Kürzlich haben wir den Nachweis erbracht, dass STCH, Hsp70 und das Protein-Lektin OS9 mit der unreifen Form von NKCC2 hauptsächlich im ER interagieren, um dessen ER-assoziierten Abbau zu regulieren [46,53]. In diesem Bericht beschreiben wir eine neuartige Protein-Protein-Wechselwirkung zwischen dem C-terminalen Schwanz von NKCC2 und Golgi 1,2-Mannosidase IA (Golgi ManIA, auch Man9-Mannosidase genannt), einem allgegenwärtigen Protein, das gehört zur Familie der Mannosidasen der Klasse I -1,2, zu der die ER-Mannosidase I (MAN1B1) und zwei weitere Golgi-1-Mannosidasen gehören: Golgi-Mannosidase IB [MAN1A2] und Golgi-Mannosidase IC [MAN1C1] [31,54–56]. Interessanterweise gibt es immer mehr Hinweise darauf, dass -1,2-Mannosidasen nicht nur an der Proteinfaltung und -reifung beteiligt sind, sondern auch eine entscheidende Rolle beim fehlgefalteten Proteinabbau spielen [57–60]. Hier zeigen wir, dass ManIA mit der unreifen Form von NKCC2 hauptsächlich am cis-Golgi-Netzwerk interagiert und deren Abbau über den Proteasomweg fördert, wodurch ein zusätzlicher Kontrollpunkt bei der Überwachung und Entfernung fehlgefalteter NKCC2-Proteine ​​entsteht. Folglich könnten diese Erkenntnisse neue Wege bei der Untersuchung der ER- und Golgi-Qualitätskontrolle von NKCC2-Proteinen eröffnen, um bei der Entwicklung neuer Strategien zur Vorbeugung und/oder Behandlung von Nierenerkrankungen im Zusammenhang mit fehlerhaftem NKCC2-Handel und -Expression zu helfen.

Cistanche-Ergänzung

Materialen und Methoden

1. Hefe-Zwei-Hybrid-Assay

Das Hefe-Zwei-Hybrid-Screening (Y2H) wurde wie zuvor ausführlich beschrieben durchgeführt (51), wobei als Köder die proximale Region des NKCC2-C-Terminus (Reste 661–1095) verwendet wurde. Kurz gesagt, AH109, ​​das den Köder exprimiert, wurde mit dem Hefestamm Y187 gepaart, der mit einer cDNA-Bibliothek einer menschlichen Niere transformiert war. Zur Selektion positiver Klone, die mutmaßlich interagierende Proteine ​​codieren, wurden gepaarte Hefezellen zunächst auf Selektionsplatten mit niedriger Stringenz (−Leu, −Trp, −His) und dann auf Selektionsplatten mit hoher Stringenz (−Leu, −Trp, −His, −) gezüchtet Ade). Ausgewählte Kolonien wurden auch auf -Galactosidase-Aktivität getestet und die DNA der positiven Klone wurde mit dem RPM-Hefe-Plasmid-Isolierungskit (BIO 101 Systems) aus Hefezellen isoliert. Nach der Rettung der Beuteplasmide durch Transformation in DH5-Bakterien (Invitrogen) und Isolierung mit einem Qiagen-Kit wurden die cDNA-Plasmide sequenziert und mit dem BLAST-Programm bewertet.

2. Plasmidkonstruktion und ortsspezifische Mutagenese

Die Erzeugung von WT Myc-NKCC2, nicht glykosyliertem Myc-NKCC2 ((N442Q/N452Q) und WT EGFP-NKCC2 wurde bereits beschrieben [45,46,51]. Die Maus-ManIA-Kodierungssequenz wurde in den Säugetier-Expressionsvektor pcDNA3.1/V5 subkloniert (Invitrogen, Paris, Frankreich) zur Erzeugung des WT-ManIA-V5-Konstrukts. Das Plasmid, das ManIA ohne C-Terminus-Schwanz (ManIA-∆Cter) umfasst, wurde durch Amplifikation aus dem WT-MAnIAV5-Expressionskonstrukt unter Verwendung des Vorwärtsprimers 50 CCGGAGCGATGAAGTTCGTGCTGCTGC 30 und des Rückwärtsprimers erzeugt 50 TTTCTCTTTGCCATCAATTTC 30. Das Konstrukt, das ManIA ohne N-Terminus-Region (ManIA-∆Nter) enthält, wurde ebenfalls aus dem Plasmid WT MAnIA-V5 durch die ortsspezifische Mutagenesemethode QuikChange (Stratagene, Les Ulis, Frankreich) unter Verwendung des Vorwärtsprimers 50 GAGGGCAAAGATCAAAGAGTAGATGACCCATGCTTGGAAT erzeugt 3 0 und Reverse-Primer 50 ATTCCAAGCATGGGTCATCTACTCTTTGATCTTTGCCCTC 30. Alle Mutationen und Verkürzungen wurden durch Sequenzierung bestätigt.

3. Zellkultur

Opossum-Nierenzellen (OKP-Zellen) wurden in DMEM (Gibco 42430), ergänzt mit 10 Prozent fötalem Rinderserum (Eurobio, Les Ulis, Frankreich), Penicillin (100 U/ml) und Streptomycin (100 U/ml), bei 37 °C gehalten C in einer feuchten Atmosphäre mit 5 Prozent CO2. Humane embryonale Nierenzellen (HEK) 293 wurden in DMEM-Medium, ergänzt mit 10 Prozent fötalem Rinderserum und 1 Prozent Penicillin/Streptomycin, gezüchtet. Für die Plasmid-DNA-Transfektion wurden die Zellen bis zu einer Konfluenz von 60–70 Prozent gezüchtet, bevor sie 5 Stunden lang mit dem Lipofectamine Plus-Kit gemäß den Anweisungen des Herstellers (Invitrogen, Paris, Frankreich) vorübergehend transfiziert wurden. Für Experimente zum Proteinabbau wurden die Zellen 6 Stunden vor der Zelllyse mit MG132 (2 µM) oder Chloroquin (100 µM) behandelt, wie zuvor beschrieben [53,61]. Kifunensin (Sigma k1140, Saint-Quentin-Fallavier, Frankreich) wurde 6 Stunden vor der Zelllyse in einer Konzentration von 25 µM verwendet.

4. Proteinvorbereitung, Immunblotting und Immunpräzipitation

Nach der Transfektion wurden die Zellen mit kaltem PBS gewaschen, bevor sie in einem Lysepuffer mit 12 0 mM Tris/Hepes, pH 7,4, solubilisiert wurden; 150 mM NaCl, 5 mM EDTA, 3 mM KCl; 1 Prozent (v/v) Triton X-100 und Proteaseinhibitoren (Complete Roche 1697498, Meylan, Frankreich). Anschließend wurden die Proben geerntet und 15 Minuten lang bei 4 °C und 16 {{10}} U/min zentrifugiert. Zur Immunpräzipitation wurden die Zellen mit Lysepuffer, der 0,4 M NaCl enthielt, solubilisiert; 1,5 mM MgCl2; 10 mM Hepes, pH 7,9; 5 Prozent (v/v) Glycerin; 0,5 Prozent (v/v) Nonidet P-40) und Proteaseinhibitoren (Complete, Roche Diagnostics). Die Immunpräzipitation wurde unter Verwendung von Anti-V5-Antikörpern (Invitrogen) oder Anti-ManIA-Antikörpern (Sigma) und die Affinitätsreinigung unter Verwendung von Protein-G-Agarose-Kügelchen (Dynabeads, Invitrogen, Paris, Frankreich) durchgeführt. Nach einstündiger Inkubation mit Protein-G-Agarose-Kügelchen bei Raumtemperatur wurde der Immunkomplex in PBS (Invitrogen) gewaschen. Die Proteinproben wurden dann in Ladepuffer gekocht, auf einem Gradienten von 7,5 Prozent oder 10 Prozent oder 15 Prozent SDS-Polyacrylamid-Gelen laufen gelassen und mit primären Antikörpern von Interesse und Meerrettich-Peroxidase-konjugierten sekundären Antikörpern sondiert. Proteine ​​wurden durch verstärkte Chemilumineszenzdetektion (Thermo Fisher Scientific, Les Ulis, Frankreich) gemäß den Anweisungen des Herstellers sichtbar gemacht.

5. Immunzytochemie

Vierundzwanzig bis achtundvierzig Stunden nach der Transfektion wurden konfluente Zellen mit PBS plus plus (pH 8, 1 mM MgCl2 und 0,1 mM CaCl2) gewaschen. Die Zellen wurden dann mit 2 Prozent Paraformaldehyd in PBS für 2 0 Minuten bei Raumtemperatur fixiert, bevor sie mit 50 mM NH4Cl inkubiert und mit 0,1 Prozent Triton X-100 für 1 Minute permeabilisiert wurden. Um keine spezifische Antikörperbindung zu blockieren, wurden die Zellen 30 Minuten lang mit DAKO (Antikörperverdünnungsmittel mit hintergrundreduzierenden Komponenten) inkubiert. Fixierte Zellen wurden 1 Stunde lang bei Raumtemperatur mit dem primären Antikörper von Interesse inkubiert. Die in dieser Studie verwendeten Primärantikörper sind die folgenden: Maus-Anti-V5 (Invitrogen, Paris, Frankreich), Maus-Anti-Myc (Takara, Clontech, Saint-Germain-en-Laye, Frankreich), Ratten-Anti-V5 (Abcam, Paris, Frankreich), Kaninchen-Anti-Calnexin (Abcam), Kaninchen-Anti-Giantin (Abcam), Kaninchen-Anti-GM130 (Abcam), Kaninchen-Anti-ManIA (Abcam). Die verwendeten Sekundärantikörper sind die folgenden: Ziegen-Anti-Kaninchen-Alexa Fluor 555 (Invitrogen), Ziegen-Anti-Kaninchen-Alexa Fluor 488 (Invitrogen), Ziegen-Anti-Kaninchen-FITC (DakoCytomation, Trappes, Frankreich), Ziegen-Antimaus Texas Red (Invitrogen), Ziegen-Anti-Ratten-Alexa Fluor 555 (Invitrogen), Ziege Anti-Ratte Alexa Fluor 488 (Invitrogen), Alexa Texas Red konjugiertes Anti-Maus (Jackson ImmunoResearch, Ely, UK), Huhn Anti-Maus Alexa Fluor 647 (Invitrogen). Nach Inkubationen mit primären und sekundären Antikörpern von Interesse wurden die Zellen dann mit PBS gewaschen und mit Vectashield montiert.

Herba Cistanche

6. Cycloheximid-Chase-Assays

Um die Stabilität und Reifung von NKCC2 zu überwachen, wurde 14–16 Stunden nach der Transfektion mit NKCC2-Plasmiden Cycloheximid in einer Konzentration von 1 00 µM zu OKP- oder HEK-Zellen gegeben. Für den Chase-Zeitraum wurden Zelllysate 0, 1, 2 und 4 Stunden nach der Cycloheximid-Behandlung gesammelt und durch Immunblotting analysiert.

7. siRNA-Knockdown

ManIA-siRNAs wurden von Dharmacon als ON-TARGET-plus-SMART-Pools (L-012174-00-0005) erworben. HEK-Zellen wurden zunächst mit Kontroll- oder spezifischen ManIA-siRNAs mit Lipofectamine RNAiMAX (Invitrogen) unter Verwendung der Herstellerangaben transfiziert, wie zuvor durchgeführt [46,53]. Einen Tag nach der siRNA-Transfektion wurden die Zellen mit NKCC2-Plasmiden transfiziert. Nach 24–48 Stunden wurden die Zelllysate für jedes Protein mit den angegebenen Antikörpern analysiert.

8. Statistische Analysen

Die Daten werden als Mittelwert ± SE ausgedrückt. Unterschiede zwischen den Mittelwerten wurden je nach Bedarf mithilfe gepaarter oder ungepaarter t-Tests oder ANOVA bewertet. p < 0.05 wurde als statistisch signifikant angesehen.

Diskussion

Diese Studie wurde durchgeführt, um Einblicke in die molekularen Mechanismen zu gewinnen, die der Regulierung des ER-assoziierten Abbaus während der NKCC2-Biogenese zugrunde liegen. Mithilfe der Hefe-Zwei-Hybrid-Analyse und Co-Immunpräzipitationstests identifizierten wir GolgiMannosidase IA als neuen NKCC2-Bindungspartner. Die Assoziation betrifft nur die unreife und stark mannoseglykosylierte Form des Cotransporters und findet hauptsächlich am cis-Golgi-Netzwerk statt. Wir haben herausgefunden, dass der ManIA-Knockdown die NKCC2-Proteinhäufigkeit erhöht, während seine Überexpression den gegenteiligen Effekt hat. Die ManIA-Koexpression beeinträchtigte die Reifung von NKCC2, indem sie dessen Retention, Recycling in das ER und Abbau über den Proteasomweg förderte. Wichtig ist, dass NKCC2-Faltungsmutanten anfälliger für den ManIA-vermittelten ERAD-Signalweg sind. Diese Ergebnisse können dazu beitragen, besser zu verstehen, wie Anomalien im NKCC2-Proteinhandel zum Bartter-Syndrom führen, was für die Aufklärung der Pathophysiologie von BS1 und für die Verbesserung der verfügbaren Behandlungen von wesentlicher Bedeutung ist.

Es ist nun eindeutig erwiesen, dass das Mannose-Trimming durch 1,2-Mannosidasen der Klasse I an der Erkennungsphase für die ERAD von Glykoproteinen beteiligt ist, da dieser Prozess durch ihre Inhibitoren 1-Desoxymannojirimycin und Kifunensin stark reduziert wird [67, 70–73]. Basierend auf Studien, die hauptsächlich an Hefen durchgeführt wurden, wurde ursprünglich angenommen, dass diese Verbindungen ERAD behindern, indem sie ER 1,2-Mannosidase I, hemmen, das hauptsächlich die Mannose vom mittleren B-Zweig von Man9 abspaltet, um Man8, ein Glykansignal, zu bilden schlug vor, ERAD zu initiieren [70,74]. In Säugetierzellen ist diese Hypothese jedoch nicht unbedingt stichhaltig, da sowohl Kifunensin als auch 1-Desoxymannojirimycin auch Golgi-1-2-Mannosidasen hemmen. Darüber hinaus gab es in Säugetierzellen zunehmend Hinweise darauf, dass das weitere Trimmen von drei bis vier 1,2--verknüpften Mannoseresten zur Bildung von Man6GlcNAc2 (M6) oder Man5GlcNAc2 (M5) auch zum Auslösen des Abbaus fehlgefalteter Glykoproteine ​​beiträgt [ 32,75–77]. Es war jedoch nicht klar, welche 1,2-Mannosidasen für diese zusätzliche Beschneidung verantwortlich sind. Ein Kandidat ist ER a 1,2-Mannosidase I selbst, da seine Überexpression zu einem erhöhten Mannose-Trimming und einer beschleunigten ERAD führt [78–80]. Andere mögliche Kandidaten könnten ER-abbauverstärkende Mannosidase-ähnliche (EDEM) Proteine ​​sein, da berichtet wurde, dass sowohl EDEM1 als auch EDEM3 den Mannose-Trimm stimulieren und das Glykoprotein ERAD beschleunigen, wenn sie in Zellen überexprimiert werden [81,82]. Ein weiterer möglicher Kandidat könnte Golgi-Mannosidase IA sein, die Man9 zu Man6 und Man5 schneidet [31,54]. Es wurde gezeigt, dass dieses Enzym und zwei weitere Golgi-1,2-Mannosidasen (IB und IC) den Abbau und die Mannose-Trimmung eines ERAD-L-Substrats, NHK 1-Antitrypsin, verstärken, wenn sie in kultivierten Zellen überexprimiert werden [57]. In der vorliegenden Studie konnten wir Hinweise auf eine spezifische Interaktion von ManIA mit NKCC2, einem Nierentransmembranprotein, nachweisen. Wichtig ist, dass wir gezeigt haben, dass die ManIA-Assoziation in vivo nur die unreife Form des Cotransporters betrifft. Am wichtigsten ist, dass wir den Nachweis erbracht haben, dass die ManIA-Bindung an der Retention und dem ER-assoziierten Abbau von NKCC2 beteiligt ist.

Cistanche-Kapseln

Wir haben zuvor Beweise dafür vorgelegt, dass ERAD und der Export aus dem ER den wesentlichen Regulator der NKCC2-Reifung und Zelloberflächenexpression darstellen [8,44–46]. Tatsächlich haben wir gezeigt, dass die Mehrheit der neu synthetisierten NKCC2-Proteine ​​auf den ER-assoziierten Abbau abzielt, der die Proteasom- und Lysosomenwege umfasst [8,44–46,53]. Darüber hinaus haben wir gezeigt, dass STCH und das Protein Lektin OS9 an diesen Prozessen beteiligt sind, indem sie mit der unreifen Form von NKCC2 hauptsächlich im ER interagieren [46,53]. Ähnlich wie bei OS9 und STCH wurde die Beteiligung von ManIA am ERAD des Cotransporters in der aktuellen Studie erstmals durch Co-Immunpräzipitationstests nahegelegt, die zeigten, dass an der Assoziation der Proteine ​​nur die unreife Form von NKCC2 beteiligt ist. Bemerkenswert ist, dass durch die Löschung des zytoplasmatischen Schwanzes von ManIA dessen Interaktion mit NKCC2 verringert, aber nicht vollständig gehemmt wurde, was die Möglichkeit einer Interaktion des Cotransporters mit anderen Regionen des ManIA-Proteins eröffnet. Darüber hinaus ergaben unsere immunzytochemischen Studien, dass ManIA nicht mit NKCC2 im ER kolokalisiert, obwohl ManIA nur mit der glykosylierten und unreifen Kernform von NKCC2 interagiert. In diesem Zusammenhang ist es erwähnenswert, dass Berichten zufolge ManIA entweder im Golgi-Bereich oder in der Notaufnahme vorkommt [31,83–85]. In einer anderen unabhängigen Studie wurde berichtet, dass Mannosidase IA auch in Qualitätskontrollvesikeln vorkommen könnte [58]. Da die zelluläre Verteilung von ManIA möglicherweise vom Zelltyp abhängt, haben wir unsere Studie daher an zwei verschiedenen Nierenzelllinien durchgeführt, OKP- und HEK-Zellen. Die in diesen Zellen durchgeführten Lokalisierungsstudien zeigten deutlich, dass ManIA in beiden Zelllinien im Golgi-Apparat exprimiert wird und zeigten, dass der Ort der Interaktion mit dem Cotransporter das cis-Golgi-Netzwerk ist. Angesichts der Tatsache, dass das N-Glykan der Glykoproteine ​​am Eingang des Golgi-Apparats immer noch vom Typ mit hohem Mannosegehalt ist, ist es bemerkenswert, dass die Wechselwirkung von NKCC2 mit ManIA tatsächlich am cis-Golgi-Netzwerk stattfinden kann. Mithilfe von siRNA- und Überexpressionsansätzen haben wir gezeigt, dass ManIA mit dem unreifen NKCC2 interagiert, um dessen ER-assoziierten Abbau zu fördern. Wichtig ist, dass der ManIA-Effekt auf die reife Form von NKCC2 verhindert wurde, wenn der zytoplasmatische Schwanz von ManIA gelöscht wurde. Noch beeindruckender ist, dass der ManIA-Effekt sowohl auf unreife als auch auf reife Formen von NKCC2 vollständig aufgehoben wurde, als dem Enzym seine katalytische Domäne entzogen wurde. Darüber hinaus wurde die NKCC2-Regulation durch ManIA auch in Gegenwart des Proteasom-Inhibitors MG132 verhindert, jedoch nicht mit Chloroquin, einem Inhibitor der lysosomalen Funktion, was darauf hindeutet, dass ManIA die unreife Form des Cotransporters auf den Proteasom-abhängigen ERAD-Signalweg abzielt. Um die Rolle von ManIA im ERAD von NKCC2 weiter zu untermauern, haben wir auch die Wirkung des Mannose-Trimming-Inhibitors Kifunensin getestet. Interessanterweise hemmte die Behandlung mit Kifunensin den ManIA-Effekt auf NKCC2, was darauf hindeutet, dass das Mannose-Trimming ein wichtiger Prozess beim ManIA-vermittelten ER-assoziierten Abbau von NKCC2 ist. Der ManIA-Effekt wurde jedoch durch Kifunensin nicht vollständig verhindert, was bedeutet, dass die ManIA-Wirkung auf den Cotransporter zumindest teilweise nicht vollständig von N-Glykan abhängt. Zur Untermauerung dieser Annahme hemmten Mutationen der NKCC2-Glykosylierungsstellen den ManIA-Effekt auf den Cotransporter nicht vollständig, was bestätigt, dass zumindest unter unseren experimentellen Bedingungen ein Teil des ManIA-Effekts N-Glycan-unabhängig sein kann. Zur Unterstützung dieser Vorstellung haben Ron et al. lieferten Beweise dafür, dass unter ER-Stressbedingungen die verstärkte Expression von EDEM1, einem anderen Alpha-Mannosidase-Protein, das Mannose-Trimm-Ereignis umgeht und das Glykoprotein direkt in die späten ERAD-Stadien transportiert [86]. Tatsächlich zeigten sie deutlich, dass bei Überexpression von EDEM1 der Abbau des Glykoproteins H2a nicht durch Kifunensin blockiert wurde [86]. Dies ist von besonderem Interesse, da unser experimenteller Ansatz, dh die heterologe Überexpression von Sekretions- und Membranproteinen (NKCC2), ER-Stress verursacht [87–89], was zumindest teilweise das Fortbestehen einer Wirkung von ManIA unabhängig vom Mannose-Trimmen erklären kann , auf dem Cotransporter unter diesen Bedingungen. Es ist erwähnenswert, dass der verbleibende ManIA-Effekt auf nicht glykosyliertes NKCC2-Protein durch MG132 vollständig blockiert wurde, was die Annahme weiter bestätigt, dass ManIA die ERAD von NKCC2 auf einem Proteasom-abhängigen Weg fördert.

Die Anhäufung von fehlgefalteten und zur Aggregation neigenden Polypeptiden ist schädlich für die Zellgesundheit [90–92]. Eine größere Anzahl (mehr als 70) menschlicher Krankheiten resultiert aus Defekten in der Faltung sekretorischer und Membranproteine ​​[91,92]. Um Proteinfehlfaltungen zu verhindern und die Proteinhomöostase im sekretorischen Weg aufrechtzuerhalten, verfügen Eukaryotenzellen über mehrere Qualitätskontrollmechanismen (QC) [26]. Dazu gehören die ER-Qualitätskontrolle (ERQC) über den Weg des endoplasmatischen Retikulum-assoziierten Abbaus (ERAD) [36,48] sowie die ER-Seite [93], die Golgi-Qualitätskontrolle (QCG) [38] und die Plasmamembran-Qualitätskontrolle (PM) [94]. ]. Daher werden fehlgefaltete Proteine, insbesondere Transmembranproteine ​​mit komplexen Topologien wie NKCC2, durch aufeinanderfolgende Qualitätskontrollkontrollpunkte streng geprüft, bevor sie ihren endgültigen Bestimmungsort erreichen [26,94]. Darüber hinaus können QC-Pfade zusammenarbeiten, um der Fehlfaltung eines einzelnen Proteins effizient entgegenzuwirken. Obwohl beispielsweise die meisten fehlgefalteten Transmembranproteine ​​durch ERAD abgebaut werden, können einige abweichende Proteine, insbesondere unter ER-Stressbedingungen, der ER-Überwachung entgehen und in COPII-Vesikel für den anterograden Transport zum Golgi verpackt werden [95–97]. Aus mehreren Studien gewonnene Erkenntnisse stützen die Annahme, dass der Golgi-Apparat als QC-Kontrollpunkt dient [26,38]. Tatsächlich verlassen fehlgefaltete oder nicht zusammengesetzte Proteine, die ERAD und ER-page umgehen, das ER und werden zu GQC-Substraten, die zur Vakuole/ Lysosom zum Abbau [26,38]. In dieser Hinsicht ist es sehr unwahrscheinlich, dass der auf Lysosomen/Vakuolen ausgerichtete GQC-Weg der Mechanismus ist, der der ManIA-induzierten Herunterregulierung von NKCC2 zugrunde liegt, da der Lysosomeninhibitor Chloroquin den ManIA-Effekt auf den Cotransporter nicht verhindert hat. Eine andere Möglichkeit besteht darin, dass einige fehlgefaltete Proteine, die in den Golgi gelangen, nach der Rückführung in die Notaufnahme für den proteasomalen Abbau gezielt werden können. Genauer gesagt fängt der GQC die entwichenen Substrate ein, die sich höchstwahrscheinlich im cis-Golgi befinden, und führt sie für ERAD durch das Proteasom zurück zum ER. Dies ist von großem Interesse, da wir gezeigt haben, dass ManIA mit NKCC2 hauptsächlich am cis-Golgi-Netzwerk kolokalisiert. Darüber hinaus hob der Proteasom-Inhibitor MG132 im Gegensatz zu Chloroquin den ManIA-Effekt auf NKCC2 auf, was stark darauf hindeutet, dass der auf das Proteasom gerichtete GQC höchstwahrscheinlich der Hauptweg ist, der die NKCC2-Regulation durch ManIA steuert. Bemerkenswert ist, dass in einer sehr aktuellen Studie an Hefe vorgeschlagen wurde, dass einige fehlgefaltete Proteine, die in den Golgi gelangen, direkt für den proteasomalen Abbau gezielt werden können, ohne in das ER zurückgeführt zu werden, ein Mechanismus namens EGAD [98]. Obwohl dieser zusätzliche Mechanismus nicht ausgeschlossen werden kann, haben wir deutlich gezeigt, dass NKCC2 bei der Koexpression von ManIA weitgehend im ER erhalten bleibt. Daher deuten unsere Daten stark darauf hin, dass ManIA die Retention, das Recycling und das Proteasom-abhängige ERAD von fehlgefalteten NKCC2-Proteinen fördert, die zunächst der ER-Qualitätskontrolle entgehen.

Cistanche tubulosa

Eine umfassende Untersuchung der Mechanismen, die der ERAD-Maschinerie zugrunde liegen, hat mehrere neue Erkenntnisse darüber geliefert, wie ERAD sowohl im normalen als auch im Krankheitszustand zur menschlichen Gesundheit beiträgt [48,92]. Die Bedeutung der ER-Qualitätskontrolle im Allgemeinen und des ERAD-Phänomens im Besonderen wurde bei einer Vielzahl menschlicher Pathologien, sogenannten Konformationskrankheiten, erwähnt [48,92]. In Bezug auf NKCC2 haben wir zuvor dokumentiert, dass das Bartter-Syndrom Typ 1 zu den Erkrankungen gehört, die mit dem ERAD-Signalweg in Zusammenhang stehen [61]. Obwohl unterschiedliche Zellwege für den Funktionsverlust von NKCC2 bei der BS1-Erkrankung verantwortlich sein können, zeigten unsere Daten, dass der ER-assoziierte Proteinabbau der häufigste Mechanismus ist, der BS1 zugrunde liegt [61]. Dementsprechend ist die Identifizierung von Proteinen, die spezifisch an die unreifen Formen von WT NKCC2 und seinen Faltungsmutanten binden, wichtig, um die molekularen Mechanismen zu entschlüsseln, die der Regulierung ihres ERAD zugrunde liegen. In der vorliegenden Studie haben wir Beweise dafür geliefert, dass ManIA zusätzlich zu WT NKCC2 mit der unreifen Form der NKCC2-Mutanten A508T und Y998X interagiert. Darüber hinaus haben wir gezeigt, dass die Koexpression von ManIA im Vergleich zu WT NKCC2 einen stärkeren Einfluss auf die NKCC2-Faltungsmutante A508T hat, was stark darauf hindeutet, dass ManIA möglicherweise eine wichtige Rolle bei der ERAD von NKCC2-Mutanten während BS1 spielt. Dies ist von besonderem Interesse, da wir zuvor berichtet haben, dass A508T und Y998X im ER zurückgehalten werden [45,61]. Angesichts der Tatsache, dass unsere Immunlokalisierungsexperimente ergaben, dass ManIA unabhängig vom Expressionssystem im cis-Golgi-Netzwerk exprimiert wird, deutet die Interaktion des Enzyms mit diesen beiden NKCC2-Mutanten stark darauf hin, dass, obwohl die meisten A508T und Y998X größtenteils im ER gefangen sind, Es gibt einen signifikanten Transfer dieser beiden Mutanten vom ER zum cis-Golgi, wo sie von ManIA eingefangen und zurück in das ER transportiert werden können. In diesem Zusammenhang haben Hosokawa et al. zeigten auch, dass, obwohl die meisten transfizierten NHK-Proteine ​​im ER zurückgehalten werden, einige von ihnen der ER-Qualitätskontrolle entgangen sind und den cis-Golgi erreicht haben, wo sie durch Golgi-a-1,2-Mannosidasen beschnitten werden, um für ERAD ins Visier genommen zu werden [ 57]. Darüber hinaus haben mehrere neuere Studien gezeigt, dass ERManI, von dem ursprünglich vorhergesagt wurde, dass es im ER funktioniert, auch im Golgi-Komplex in Säugetierzellen lokalisiert ist, wo es zu einem Golgi-basierten Kontrollpunkt für die Qualitätskontrolle beiträgt, der die Rückgewinnung eingefangener ERAD-Substrate erleichtert in die Notaufnahme [59,60,99]. Bemerkenswert ist, dass ManIA wie NKCC2 ein Transmembranprotein ist und möglicherweise auch vorübergehend mit dem Cotransporter im ER interagiert, sodass das Enzym an der Erzeugung des Signals beteiligt sein kann, das auf fehlgefaltete NKCC2-Proteine ​​für ERAD abzielt, entweder während sie durch das ER wandern oder auf dem Weg zum Golgi.

Zusammenfassend stellten wir fest, dass Golgi ManIA mit der unreifen Form von NKCC2 am cis-Golgi interagiert, um dessen ER-Retention zu fördern und seinen ERAD über den Proteasom-Weg zu beschleunigen. Nach unserem besten Wissen ist dies die erste Studie, die die bedeutende Rolle des Golgi-Qualitätskontrollmechanismus bei der NKCC2-Biogenese beschreibt. Darüber hinaus ist dies auch der erste Bericht, der Beweise dafür liefert, dass ManIA neben luminalen Proteinen auch an der ERAD von Transmembranproteinen beteiligt sein kann. Unsere Daten deuten stark darauf hin, dass ManIA innerhalb eines cis-Golgi-lokalisierten Kontrollpunkts zur Qualitätskontrolle manövriert, um als Backup-System für die ERAD-Überwachung in der Notaufnahme zu dienen und somit ein leistungsstarkes zusätzliches Netzwerk für die angemessene Entfernung unerwünschter fehlgefalteter NKCC2-Proteine ​​bereitzustellen, die somit schützen. Zellen vor Proteotoxizität durch die Bildung von Proteinaggregaten, insbesondere beim Bartter-Syndrom. Unbestreitbar kann ManIA nicht isoliert arbeiten, um die ERAD des Cotransporters zu vermitteln. Passenderweise kann man plausibel postulieren, dass ManIA nacheinander oder gleichzeitig mit anderen NKCC2-Bindungsproteinen und ERAD-Komponenten wie OS9 (46) und STCH (53) zusammenarbeitet, um die ER-Qualitätskontrolle des Cotransporters zu vermitteln. In diesem Zusammenhang schlagen wir ein Modell vor, bei dem unter ER-Stressbedingungen: (1) OS9 an der Retention von fehlgefalteten NKCC2-Proteinen am ER und dessen ERAD durch das Proteasom beteiligt ist. (2) STCH spielt eine entscheidende Rolle bei der ERAD von NKCC2 über die Proteasom- und Lysosomenwege. (3) Golgi ManIA trägt zum ERAD von NKCC2 bei, indem es fehlgefaltete NKCC2-Proteine, die der ER-Qualitätskontrolle entgangen sind, einfängt und sie zurück in die Notaufnahme liefert. Weitere Experimente sind erforderlich, um den genauen Mechanismus hinter diesem Modell aufzudecken. Die gründliche Charakterisierung und Identifizierung der spezifischen molekularen Zusammensetzung der ER- und Golgi-Qualitätskontrollen von NKCC2 und seinen krankheitsverursachenden Mutanten könnte eine Grundlage für die Definition neuer Therapiestrategien bieten, die auf den Cotransportertransport von den ER- und Golgi-Netzwerken zur Zelloberfläche abzielen.

Verweise

1. Guyton, AC Blutdruckkontrolle – besondere Rolle der Nieren und Körperflüssigkeiten. Science 1991, 252, 1813–1816. [CrossRef] [PubMed]

2. Lifton, RP; Gharavi, AG; Geller, DS Molekulare Mechanismen menschlicher Hypertonie. Zelle 2001, 104, 545–556. [CrossRef]

3. Castrop, H.; Schiessl, IM Physiologie und Pathophysiologie des renalen Na-K-2Cl-Cotransporters (NKCC2). Bin. J. Physiol. Ren. Physiol. 2014, 307, F991–F1002. [CrossRef]

4. Greger, R.; Velazquez, H. Der kortikale dicke aufsteigende Schenkel und der frühe distale gewundene Tubulus im Harnkonzentrationsmechanismus. Niere Int. 1987, 31, 590–596. [CrossRef] [PubMed]

5. Gamba, G. Molekulare Physiologie und Pathophysiologie elektroneutraler Kation-Chlorid-Cotransporter. Physiol. Rev. 2005, 85, 423–493. [CrossRef] [PubMed]

6. Ares, GR; Caceres, PS; Ortiz, PA Molekulare Regulation von NKCC2 im dicken aufsteigenden Glied. Bin. J. Physiol. Ren. Physiol. 2011, 301, F1143–F1159. [CrossRef] [PubMed]

7. Komhoff, M.; Laghmani, K. Pathophysiologie des vorgeburtlichen Bartter-Syndroms. Curr. Meinung. Nephrol. Hypertoniker. 2017, 26, 419–425. [CrossRef] [PubMed]

8. Laghmani, K.; Beck, BB; Yang, SS; Seaayfan, E.; Wenzel, A.; Reusch, B.; Vitzthum, H.; Priem, D.; Demaretz, S.; Bergmann, K.; et al. Polyhydramnion, vorübergehendes vorgeburtliches Bartter-Syndrom und MAGED2-Mutationen. N. engl. J. Med. 2016, 374, 1853–1863. [CrossRef]

9. Simon, DB; Lifton, RP Die molekulare Basis der vererbten hypokaliämischen Alkalose: Bartter- und Gitelman-Syndrom. Bin. J. Physiol. 1996, 271, F961–F966. [CrossRef]

10. Aviv, A.; Hollenberg, NK; Weder, A. Kaliumausscheidung im Urin und Natriumempfindlichkeit bei Schwarzen. Hypertonie 2004, 43, 707–713. [CrossRef]

11. Hoorn, EJ; Walsh, SB; McCormick, JA; Fürstenberg, A.; Yang, CL; Röschel, T.; Paliege, A.; Howie, AJ; Conley, J.; Bachmann, S.; et al. Der Calcineurin-Inhibitor Tacrolimus aktiviert den renalen Natriumchlorid-Cotransporter und verursacht Bluthochdruck. Nat. Med. 2011, 17, 1304–1309. [CrossRef] [PubMed]

12. Borschewski, A.; Himmerkus, N.; Boldt, C.; Blankenstein, KI; McCormick, JA; Lazelle, R.; Willnow, TE; Jankowski, V.; Plain, A.; Bleich, M.; et al. Calcineurin und Sorting-Related Rezeptor mit A-Typ-Wiederholungen interagieren, um den renalen Na( plus )-K( plus )-2Cl(-)-Cotransporter zu regulieren. Marmelade. Soc. Nephrol. 2016, 27, 107–119. [CrossRef]

13. Trudu, M.; Janas, S.; Lanzani, C.; Debaix, H.; Schäffer, C.; Ikehata, M.; Citterio, L.; Demaretz, S.; Trevisani, F.; Ristagno, G.; et al. Häufige nichtkodierende UMOD-Genvarianten induzieren salzempfindlichen Bluthochdruck und Nierenschäden, indem sie die Uromodulin-Expression erhöhen. Nat. Med. 2013, 19, 1655–1660. [CrossRef]

14. Alvarez-Guerra, M.; Garay, RP Renaler Na-K-Cl-Cotransporter NKCC2 bei salzempfindlichen Dahl-Ratten. J. Hypertens. 2002, 20, 721–727. [CrossRef]

15. Capasso, G.; Rizzo, M.; Evangelista, C.; Ferrari, P.; Geelen, G.; Lang, F.; Bianchi, G. Veränderte Expression von Na-Plus-Transportern in der apikalen Plasmamembran der Niere in der frühen Phase der genetischen Hypertonie. Bin. J. Physiol. Ren. Physiol. 2005, 288, F1173–F1182. [CrossRef]

16. Fenton, RA; Knepper, MA Mausmodelle und der Urinkonzentrationsmechanismus im neuen Jahrtausend. Physiol. Rev. 2007, 87, 1083–1112. [CrossRef] [PubMed]

17. Komhoff, M.; Laghmani, K. MAGED2: Eine neuartige Form des vorgeburtlichen Bartter-Syndroms. Curr. Meinung. Nephrol. Hypertoniker. 2018, 27, 323–328. [CrossRef]

18. Sands, JM Urinkonzentration und -verdünnung in der alternden Niere. Semin. Nephrol. 2009, 29, 579–586. [CrossRef]

19. Tian, ​​Y.; Riazi, S.; Khan, O.; Klein, JD; Sugimura, Y.; Verbalis, JG; Ecelbarger, CA Häufigkeit der renalen ENaC-Untereinheit, Na-K-2Cl und Na-Cl-Cotransporter bei alten, wasserarmen F344 x Brown-Norwegen-Ratten. Niere Int. 2006, 69, 304–312. [CrossRef] [PubMed]

20. Schießl, IM; Castrop, H. Regulierung des NKCC2-Spleißens und der Phosphorylierung. Curr. Meinung. Nephrol. Hypertoniker. 2015, 24, 457–462. [CrossRef] [PubMed]

21. Davies, M.; Fraser, SA; Galic, S.; Choy, SW; Katerelos, M.; Gleich, K.; Kemp, BE; Berg, PF; Power, DA Neuartige Mechanismen der Na-Plus-Retention bei Fettleibigkeit: Phosphorylierung von NKCC2 und Regulierung von SPAK/OSR1 durch AMPK. Bin. J. Physiol. Ren. Physiol. 2014, 307, F96–F106. [CrossRef]

22. Gamba, G. Regulierung der NKCC2-Aktivität durch SPAK-verkürzte Isoformen. Bin. J. Physiol. Ren. Physiol. 2014, 306, F49–F50. [CrossRef] [PubMed]

23. Edwards, A.; Castrop, H.; Laghmani, K.; Vallon, V.; Layton, AT Auswirkungen der NKCC2-Isoformenregulierung auf den NaCl-Transport in der dicken aufsteigenden Extremität und der Macula densa: Eine Modellstudie. Bin. J. Physiol. Ren. Physiol. 2014, 307, F137–F146. [CrossRef]

24. Vitale, A.; Denecke, J. Das endoplasmatische Retikulum-Tor des Sekretionswegs. Anlage. Cell 1999, 11, 615–628. [PubMed]

25. Caplan, MJ Membranpolarität in Epithelzellen: Proteinsortierung und Etablierung polarisierter Domänen. Bin. J. Physiol. 1997, 272, F425–F429. [CrossRef]

26. Sun, Z.; Brodsky, JL Proteinqualitätskontrolle im sekretorischen Weg. J. Cell Biol 2019, 218, 3171–3187. [CrossRef] [PubMed]

27. Ruggiano, A.; Foresti, O.; Carvalho, P. Qualitätskontrolle: ER-assoziierter Abbau: Proteinqualitätskontrolle und darüber hinaus. J. Cell Biol. 2014, 204, 869–879. [CrossRef] [PubMed]

28. Ruddock, LW; Molinari, M. N-Glykanverarbeitung in der ER-Qualitätskontrolle. J. Cell Sci. 2006, 119, 4373–4380. [CrossRef]

29. Molinari, M. Die N-Glykan-Struktur bestimmt die Verlängerung der Proteinfaltung oder den Beginn der Entsorgung. Nat. Chem. Biol. 2007, 3, 313–320. [CrossRef]

30. Hebert, DN; Garman, SC; Molinari, M. Der Glykancode des endoplasmatischen Retikulums: Asparagin-verknüpfte Kohlenhydrate als Proteinreifungs- und Qualitätskontrollmarkierungen. Trends Zellbiol. 2005, 15, 364–370. [CrossRef]

31. Igdoura, SA; Herscovics, A.; Lal, A.; Moremen, KW; Morales, CR; Hermo, L. Alpha-Mannosidasen, die an der N-Glykan-Verarbeitung beteiligt sind, zeigen Zellspezifität und eine deutliche Subkompartimentierung innerhalb des Golgi-Apparats von Zellen im Hoden und Nebenhoden. EUR. J. Cell Biol. 1999, 78, 441–452. [CrossRef]

32. Lederkremer, GZ; Glickman, MH Ein Fenster voller Möglichkeiten: Timing des Proteinabbaus durch Reduzierung von Zucker und Ubiquitinen. Trends Biochem. Wissenschaft. 2005, 30, 297–303. [CrossRef] [PubMed]

33. Stanley, P.; Taniguchi, N.; Aebi, M. N-Glykane. In Essentials of Glycobiology, 3.; Varki, A., Cummings, RD, Esko, JD, Stanley, P., Hart, GW, Aebi, M., Darvill, AG, et al., Hrsg.; Cold Spring Harbor: New York, NY, USA, 2015; S. 99–111.

34. Barlowe, CK; Miller, EA Biogenese sekretorischer Proteine ​​und Verkehr im frühen sekretorischen Weg. Genetics 2013, 193, 383–410. [CrossRef]

35. Wu, X.; Rapoport, TA Mechanistische Einblicke in den ER-assoziierten Proteinabbau. Curr. Meinung. Zellbiol. 2018, 53, 22–28. [CrossRef]

36. Sun, Z.; Brodsky, JL Der Abbauweg eines fehlgefalteten Modellproteins wird durch die Aggregationsneigung bestimmt. Mol. Biozelle. 2018, 29, 1422–1434. [CrossRef]

37. Fresno, I.; Molinari, M. Proteasomale und lysosomale Clearance fehlerhafter sekretorischer Proteine: ER-assoziierte Abbauwege (ERAD) und ER-zu-Lysosomen-assoziierte Abbauwege (ERLAD). Krit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 2019, 54, 153–163. [CrossRef] [PubMed]

38. Briant, K.; Johnson, N.; Swanton, E. Transmembrandomänen-Qualitätskontrollsysteme wirken am endoplasmatischen Retikulum und am Golgi-Apparat. PLoS ONE 2017, 12, e0173924. [CrossRef] [PubMed]

39. Jensen, TJ; Loo, MA; Pind, S.; Williams, DB; Goldberg, AL; Riordan, JR Mehrere proteolytische Systeme, einschließlich des Proteasoms, tragen zur CFTR-Verarbeitung bei. Cell 1995, 83, 129–135. [CrossRef]

40. Ward, CL; Omura, S.; Kopito, RR Abbau von CFTR über den Ubiquitin-Proteasom-Weg. Cell 1995, 83, 121–127. [CrossRef]

41. Gong, Q.; Keeney, DR; Molinari, M.; Zhou, Z. Abbau mutierter Kanäle mit handelsdefektem Long-QT-Syndrom Typ II durch den Ubiquitin-Proteasom-Weg. J. Biol. Chem. 2005, 280, 19419–19425. [CrossRef]

42. O'Donnell, BM; Mackie, TD; Subramanya, AR; Brodsky, JL Der mit dem endoplasmatischen Retikulum verbundene Abbau des renalen Kaliumkanals, ROMK, führt zum Bartter-Syndrom Typ II. J. Biol. Chem. 2017, 292, 12813–12827. [CrossRef] [PubMed]

43. Needham, PG; Mikoluk, K.; Dhakarwal, P.; Khadem, S.; Snyder, AC; Subramanya, AR; Brodsky, JL Der Thiazid-empfindliche NaCl-Cotransporter ist auf den Chaperon-abhängigen endoplasmatischen Retikulum-assoziierten Abbau ausgerichtet. J. Biol. Chem. 2011, 286, 43611–43621. [CrossRef] [PubMed]

44. Zaarour, N.; Demaretz, S.; Defontaine, N.; Zhu, Y.; Laghmani, K. Mehrere evolutionär konservierte Di-Leucin-ähnliche Motive im Carboxylterminus steuern den anterograden Transport von NKCC2. J. Biol. Chem. 2012, 287, 42642–42653. [CrossRef]

45. Zaarour, N.; Demaretz, S.; Defontaine, N.; Mordasini, D.; Laghmani, K. Ein hochkonserviertes Motiv am COOH-Terminus bestimmt den Austritt aus dem endoplasmatischen Retikulum und die Zelloberflächenexpression von NKCC2. J. Biol. Chem. 2009, 284, 21752–21764. [CrossRef] [PubMed]

46. ​​Seaayfan, E.; Defontaine, N.; Demaretz, S.; Zaarour, N.; Laghmani, K. OS9-Protein interagiert mit dem Na-K-2Cl-Cotransporter (NKCC2) und zielt auf seine unreife Form für den endoplasmatischen Retikulum-assoziierten Abbauweg ab. J. Biol. Chem. 2016, 291, 4487–4502. [CrossRef]

47. Brodsky, JL Die schützende und destruktive Rolle molekularer Chaperone während ERAD (endoplasmatischer Retikulum-assoziierter Abbau). Biochem. J. 2007, 404, 353–363. [CrossRef]

48. Guerriero, CJ; Brodsky, JL Das empfindliche Gleichgewicht zwischen der Faltung sekretierter Proteine ​​und dem mit dem endoplasmatischen Retikulum verbundenen Abbau in der menschlichen Physiologie. Physiol. Rev. 2012, 92, 537–576. [CrossRef]

49. Ahner, A.; Gong, X.; Frizzell, RA Abbau des Transmembran-Leitfähigkeitsregulators bei zystischer Fibrose: Wechselwirkung zwischen den Ubiquitylierungs- und SUMOylierungswegen. FEBS J. 2013, 280, 4430–4438. [CrossRef]

50. Donnelly, BF; Needham, PG; Snyder, AC; Roy, A.; Khadem, S.; Brodsky, JL; Subramanya-, AR-Hsp70- und Hsp90-Multichaperonkomplexe regulieren nacheinander den mit dem endoplasmatischen Retikulum verbundenen Abbau und die Biogenese des Thiazid-sensitiven Cotransporters. J. Biol. Chem. 2013, 288, 13124–13135. [CrossRef]

51. Benziane, B.; Demaretz, S.; Defontaine, N.; Zaarour, N.; Cheval, L.; Bourgeois, S.; Klein, C.; Froissart, M.; Blanchard, A.; Paillard, M.; et al. NKCC2-Oberflächenexpression in Säugetierzellen: Herunterregulierung durch neuartige Interaktion mit Aldolase BJ Biol. Chem. 2007, 282, 33817–33830. [CrossRef]

52. Zaarour, N.; Defontaine, N.; Demaretz, S.; Azroyan, A.; Cheval, L.; Laghmani, K. Das sekretorische Trägermembranprotein 2 reguliert die exozytische Insertion von NKCC2 in die Zellmembran. J. Biol. Chem. 2011, 286, 9489–9502. [CrossRef]

53. Bakhos-Douaihy, D.; Seaayfan, E.; Demaretz, S.; Komhoff, M.; Laghmani, K. Unterschiedliche Auswirkungen von STCH und stressinduzierbarem Hsp70 auf die Stabilität und Reifung von NKCC2. Int. J. Mol. Wissenschaft. 2021, 22, 2207. [CrossRef]

54. Herscovics, A.; Schneikert, J.; Athanassiadis, A.; Moremen, KW Isolierung einer Maus-Golgi-Mannosidase-cDNA, einem Mitglied einer Genfamilie, die von Hefen bis hin zu Säugetieren konserviert ist. J. Biol. Chem. 1994, 269, 9864–9871. [CrossRef]

55. Tempel, W.; Karaveg, K.; Liu, ZJ; Rose, J.; Wang, BC; Moremen, KW Die Struktur der Maus-Golgi-Alpha-Mannosidase IA enthüllt die molekulare Grundlage für die Substratspezifität unter Alpha1-2--Mannosidasen der Klasse 1 (Familie 47 Glykosylhydrolasen). J. Biol. Chem. 2004, 279, 29774–29786. [CrossRef]

56. Tulsiani, DR; Touster, O. Die Reinigung und Charakterisierung von Mannosidase IA aus Rattenleber-Golgi-Membranen. J. Biol. Chem. 1988, 263, 5408–5417. [CrossRef]

57. Hosokawa, N.; Du, Z.; Tremblay, LO; Nagata, K.; Herscovics, A. Stimulation von ERAD von fehlgefaltetem Null-Hong-Kong-Alpha1--Antitrypsin durch Golgi-Alpha1,2-Mannosidasen. Biochem. Biophys. Res. Komm. 2007, 362, 626–632. [CrossRef] [PubMed]

58. Ogen-Shtern, N.; Avezov, E.; Shenkman, M.; Benyair, R.; Lederkremer, GZ Mannosidase IA befindet sich in Qualitätskontrollvesikeln und ist am Glykoprotein-Targeting für ERAD beteiligt. J. Mol. Biol. 2016, 428, 3194–3205. [CrossRef]

59. Iannotti, MJ; Figard, L.; Sokac, AM; Sifers, RN Eine Golgi-lokalisierte Mannosidase (MAN1B1) spielt eine nicht-enzymatische Gatekeeper-Rolle bei der Qualitätskontrolle der Proteinbiosynthese. J. Biol. Chem. 2014, 289, 11844–11858. [CrossRef] [PubMed]

60. Pan, S.; Cheng, X.; Sifers, RN Golgi-situiertes endoplasmatisches Retikulum Alpha-1, 2-Mannosidase trägt durch direkte Interaktion mit Gamma-COP zur Gewinnung von ERAD-Substraten bei. Mol. Biol. Zelle 2013, 24, 1111–1121. [CrossRef] [PubMed]

61. Shaukat, I.; Bakhos-Douaihy, D.; Zhu, Y.; Seaayfan, E.; Demaretz, S.; Frachon, N.; Weber, S.; Komhoff, M.; Vargas-Poussou, R.; Laghmani, K. Neue Erkenntnisse über die Rolle des endoplasmatischen Retikulum-assoziierten Abbaus beim Bartter-Syndrom Typ 1. Hum. Mutat. 2021, 42, 947–968. [CrossRef]

62. Fujita, E.; Kouroku, Y.; Isoai, A.; Kumagai, H.; Misutani, A.; Matsuda, C.; Hayashi, YK; Momoi, T. Zwei endoplasmatische Retikulum-assoziierte Abbausysteme (ERAD) für die neue Variante des mutierten Dysferlins: Ubiquitin/Proteasom ERAD(I) und Autophagie/Lysosom ERAD(II). Summen. Mol. Genet. 2007, 16, 618–629. [CrossRef]

63. Bernasconi, R.; Molinari, M. ERAD und ERAD-Tuning: Entsorgung von Fracht und ERAD-Regulatoren aus der Notaufnahme von Säugetieren. Curr. Meinung. Zelle. Biol. 2011, 23, 176–183. [CrossRef]

64. Arvan, P.; Zhao, X.; Ramos-Castaneda, J.; Chang, A. Qualitätskontrolle des Sekretionswegs in Golgi-, Plasmalemma- und endosomalen Systemen. Verkehr 2002, 3, 771–780. [CrossRef]

65. Stolz, A.; Wolf, DH Endoplasmatischer Retikulum-assoziierter Proteinabbau: Eine von Chaperons unterstützte Reise in die Hölle. Biochim. Biophys. Acta 2010, 1803, 694–705. [CrossRef] [PubMed]

66. Wang, F.; Lied, W.; Brancati, G.; Segatori, L. Die Hemmung des mit dem endoplasmatischen Retikulum verbundenen Abbaus rettet die native Faltung bei Erkrankungen mit Funktionsverlust von Proteinfehlfaltungen. J. Biol. Chem. 2011, 286, 43454–43464. [CrossRef] [PubMed]

67. Tokunaga, F.; Brostrom, C.; Koide, T.; Arvan, P. Der mit dem Endoplasmatischen Retikulum (ER) verbundene Abbau fehlgefalteter N-verknüpfter Glykoproteine ​​wird durch Hemmung der ER-Mannosidase unterdrückt IJ Biol. Chem. 2000, 275, 40757–40764. [CrossRef] [PubMed]

68. Groisman, B.; Shenkman, M.; Ron, E.; Lederkremer, GZ Mannose-Trimmen ist für die Lieferung eines Glykoproteins von EDEM1 an XTP3-B und späte endoplasmatische Retikulum-assoziierte Abbauschritte erforderlich. J. Biol. Chem. 2011, 286, 1292–1300. [CrossRef] [PubMed]

69. Vargas-Poussou, R.; Feldmann, D.; Vollmer, M.; Konrad, M.; Kelly, L.; van den Heuvel, LP; Tebourbi, L.; Brandis, M.; Karolyi, L.; Hebert, SC; et al. Neuartige molekulare Varianten des Na-K-2Cl-Cotransporter-Gens sind für das vorgeburtliche Bartter-Syndrom verantwortlich. Bin. J. Hum. Genet. 1998, 62, 1332–1340. [CrossRef] [PubMed]

70. Helenius, A.; Aebi, M. Rollen von N-verknüpften Glykanen im endoplasmatischen Retikulum. Annu. Rev. Biochem. 2004, 73, 1019–1049. [CrossRef]

71. Spiro, RG Rolle von N-verknüpften Polymannose-Oligosacchariden bei der gezielten Steuerung von Glykoproteinen für den endoplasmatischen Retikulum-assoziierten Abbau. Zellmol. Lebenswissenschaft. 2004, 61, 1025–1041. [CrossRef]

72. Marcus, NY; Perlmutter, DH Glucosidase- und Mannosidase-Inhibitoren vermitteln eine erhöhte Sekretion von mutiertem Alpha1-Antitrypsin ZJ Biol. Chem. 2000, 275, 1987–1992. [CrossRef]

73. Liu, Y.; Choudhury, P.; Cabral, CM; Sifers, RN Die intrazelluläre Entsorgung von unvollständig gefaltetem menschlichem Alpha1--Antitrypsin umfasst die Freisetzung von Calnexin und das posttranslationale Trimmen von Asparagin-verknüpften Oligosacchariden. J. Biol. Chem. 1997, 272, 7946–7951. [CrossRef] [PubMed]

74. Cabral, CM; Liu, Y.; Sifers, RN Analyse der Qualitätskontrolle von Glykoproteinen im sekretorischen Weg. Trends Biochem. Wissenschaft. 2001, 26, 619–624. [CrossRef]

75. Ermonval, M.; Kitzmüller, C.; Mir, AM; Cacan, R.; Ivessa, NE Die N-Glykanstruktur einer kurzlebigen Variante von Ribophorin I, die in der glykosylierungsdefekten Zelllinie MadIA214 exprimiert wird, offenbart die Rolle einer Mannosidase, bei der es sich nicht um ER-Mannosidase I im Prozess des Glykoproteinabbaus handelt. Glycobiology 2001, 11, 565–576. [CrossRef] [PubMed]

76. Foulquier, F.; Bettdecke, S.; Klein, A.; Mir, AM; Chirat, F.; Cacan, R. Endoplasmatischer Retikulum-assoziierter Abbau von Glykoproteinen, die Man5GlcNAc2- und Man9GlcNAc2-Spezies in der MI8-5 CHO-Zelllinie tragen. EUR. J. Biochem. 2004, 271, 398–404. [CrossRef]

77. Avezov, E.; Frenkel, Z.; Ehrlich, M.; Herscovics, A.; Lederkremer, GZ Mannosidase I des endoplasmatischen Retikulums (ER) ist kompartimentiert und für die N-Glykan-Trimmung zu Man5-6GlcNAc2 im Glykoprotein-ER-assoziierten Abbau erforderlich. Mol. Biol. Zelle 2008, 19, 216–225. [CrossRef]

78. Hosokawa, N.; Tremblay, LO; Du, Z.; Herscovics, A.; Wada, ich.; Nagata, K. Verstärkung des Abbaus des endoplasmatischen Retikulums (ER) von fehlgefaltetem Null Hong Kong Alpha1-Antitrypsin durch menschliche ER-Mannosidase IJ Biol. Chem. 2003, 278, 26287–26294. [CrossRef]

79. Sifers, RN Zellbiologie. Proteinabbau entsperrt. Science 2003, 299, 1330–1331. [CrossRef]

80. Wu, Y.; Swulius, MT; Moremen, KW; Sifers, RN Aufklärung der molekularen Logik, durch die fehlgefaltetes Alpha-1--Antitrypsin bevorzugt für den Abbau ausgewählt wird. Proz. Natl. Acad. Wissenschaft. USA 2003, 100, 8229–8234. [CrossRef] [PubMed]

81. Hirao, K.; Natsuka, Y.; Tamura, T.; Wada, ich.; Morito, D.; Natsuka, S.; Romero, P.; Sleno, B.; Tremblay, LO; Herscovics, A.; et al. EDEM3, ein lösliches EDEM-Homolog, verstärkt den mit dem endoplasmatischen Retikulum verbundenen Abbau von Glykoproteinen und den Mannose-Trimm. J. Biol. Chem. 2006, 281, 9650–9658. [CrossRef]

82. Olivari, S.; Cali, T.; Salo, KE; Paganetti, P.; Ruddock, LW; Molinari, M. EDEM1 reguliert den ER-assoziierten Abbau, indem es die Demannosylierung faltungsdefekter Polypeptide beschleunigt und deren kovalente Aggregation hemmt. Biochem. Biophys. Res. Komm. 2006, 349, 1278–1284. [CrossRef] [PubMed]

83. Bieberich, E.; Bause, E. Man9-Mannosidase aus der menschlichen Niere wird in COS-Zellen als Golgi-residentes Typ-II-Transmembran-N-Glykoprotein exprimiert. EUR. J. Biochem. 1995, 233, 644–649. [CrossRef] [PubMed]

84. Velasco, A.; Hendricks, L.; Moremen, KW; Tulsiani, DR; Touster, O.; Farquhar, MG Zelltypabhängige Variationen in der subzellulären Verteilung von Alpha-Mannosidase I und II. J. Cell Biol. 1993, 122, 39–51. [CrossRef] [PubMed]

85. Bieberich, E.; Treml, K.; Volker, C.; Rolfs, A.; Kalz-Fuller, B.; Bause, E. Man9-Mannosidase aus Schweineleber ist ein Typ-II-Membranprotein, das im endoplasmatischen Retikulum vorkommt. cDNA-Klonierung und Expression des Enzyms in COS 1-Zellen. EUR. J. Biochem. 1997, 246, 681–689. [CrossRef]

86. Ron, E.; Shenkman, M.; Groisman, B.; Izenshtein, Y.; Leitman, J.; Lederkremer, GZ Bypass der Glykan-abhängigen Glykoprotein-Lieferung an ERAD durch hochreguliertes EDEM1. Mol. Biol. Zelle 2011, 22, 3945–3954. [CrossRef]

87. Casagrande, R.; Stern, P.; Diehn, M.; Shamu, C.; Osario, M.; Zuniga, M.; Brown, PO; Ploegh, H. Der Abbau von Proteinen aus dem ER von S. cerevisiae erfordert einen intakten, entfalteten Proteinreaktionsweg. Mol. Zelle 2000, 5, 729–735. [CrossRef]

88. Schröder, M.; Kaufman, RJ ER-Stress und die entfaltete Proteinantwort. Mutat. Res. 2005, 569, 29–63. [CrossRef]

89. Liang, CJ; Chang, YC; Chang, HC; Wang, CK; Hung, YC; Lin, YE; Chan, CC; Chen, CH; Chang, HY; Sang, TK Derlin-1 reguliert die mutierte VCP-verknüpfte Pathogenese und die stressinduzierte Apoptose des endoplasmatischen Retikulums. PLoS Genet. 2014, 10, e1004675. [CrossRef] [PubMed]

90. Houck, SA; Singh, S.; Cyr, DM Zelluläre Reaktionen auf fehlgefaltete Proteine ​​und Proteinaggregate. Methoden Mol. Biol. 2012, 832, 455–461. [CrossRef] [PubMed]

91. Chaudhuri, TK; Paul, S. Proteinfehlfaltungskrankheiten und Chaperon-basierte Therapieansätze. FEBS J. 2006, 273, 1331–1349. [CrossRef]

92. Yadav, K.; Yadav, A.; Vashistha, P.; Pandey, Vizepräsident; Dwivedi, UN-Proteinfehlfaltungskrankheiten und therapeutische Ansätze. Curr. Eiweiß. Pept. Wissenschaft. 2019, 20, 1226–1245. [CrossRef]

93. Fresno, I.; Molinari, M. Umsatz des endoplasmatischen Retikulums: ER-Seite und andere Geschmacksrichtungen bei der selektiven und nicht-selektiven ER-Clearance. F1000Res 2018, 7, 454. [CrossRef]

94. Okijoneda, T.; Apaja, PM; Lukacs, GL Proteinqualitätskontrolle an der Plasmamembran. Curr. Meinung. Zellbiol. 2011, 23, 483–491. [CrossRef]

95. Caldwell, SR; Hill, KJ; Cooper, AA Der Abbau von Qualitätskontrollsubstraten des endoplasmatischen Retikulums (ER) erfordert den Transport zwischen ER und Golgi. J. Biol. Chem. 2001, 276, 23296–23303. [CrossRef] [PubMed]

96. Taxis, C.; Vogel, F.; Wolf, DH ER-Golgi-Verkehr ist eine Voraussetzung für einen effizienten ER-Abbau. Mol. Biol. Zelle 2002, 13, 1806–1818. [CrossRef] [PubMed]

97. Vashist, S.; Ng, DT Fehlgefaltete Proteine ​​werden durch einen sequentiellen Checkpoint-Mechanismus der ER-Qualitätskontrolle sortiert. J. Cell Biol. 2004, 165, 41–52. [CrossRef] [PubMed]

98. Schmidt, O.; Weyer, Y.; Baumann, V.; Widerin, MA; Eising, S.; Angelova, M.; Schleiffer, A.; Kremser, L.; Lindner, H.; Peter, M.; et al. Der Endosom- und Golgi-assoziierte Abbau (EGAD) von Membranproteinen reguliert den Sphingolipid-Metabolismus. EMBO J. 2019, 38, e101433. [CrossRef]

99. Pan, S.; Wang, S.; Utama, B.; Huang, L.; Blok, N.; Estes, MK; Moremen, KW; Sifers, RN Die Golgi-Lokalisierung von ERManI definiert die räumliche Trennung des Glykoprotein-Qualitätskontrollsystems von Säugetieren. Mol. Biol. Zelle 2011, 22, 2810–2822. [CrossRef]

Sylvie Demaretz 1,2, Elie Seaayfan 1,2,† , Dalal Bakhos-Douaihy 1,2, Nadia Frachon 1,2, Martin Kömhoff 3 und Kamel Laghmani 1,2,

1 Centre de Recherche des Cordeliers, Sorbonne Université, Inserm, Université de Paris, F-75006 Paris, Frankreich; sylvie.demaretz@sorbonne-universite.fr (SD); elie.seaayfan@uni-marburg.de (ES); dalal.bakhos_aldouaihy@sorbonne-universite.fr (DB-D.); nadia.frachon@sorbonne-universite.fr (NF)

2 CNRS, ERL8228, F-75006 Paris, Frankreich

3 Abteilung für Pädiatrische Nephrologie und Transplantation, Universitäts-Kinderklinik der Philipps-Universität, 35043 Marburg, Deutschland; Martin.Koemhoff@uk-gm.de