Das Potenzial von Impfstoffen auf der Basis dendritischer Zellen zur Modulation angeborener lymphoider Zellpopulationen vom Typ 3

Abstrakt:

Impfstoffe gegen dendritische Zellen (DC) sind eine Art Immuntherapie, die auf der Kommunikation von DCs mit anderen Aspekten des Immunsystems beruht. DCs sind potente Antigen-präsentierende Zellen, die an der Aktivierung angeborener Immunantworten und der Ausbildung einer adaptiven Immunität beteiligt sind, was sie zu idealen Zielen für Immuntherapien macht. Angeborene lymphatische Zellen (ILCs) werden auf dem Gebiet der Immunologie relativ neu identifiziert und spielen eine wichtige Rolle bei Gesundheit und Krankheit. Die hier beschriebenen Studien untersuchten die Kommunikation zwischen Typ-3-ILCs (ILC3s) und DCs anhand eines Mausmodells einer DC-basierten Impfung. Nach der Verabreichung eines DC-Impfstoffs wurden lokale und systemische Veränderungen in den ILC3-Populationen beobachtet, und nach der Belastung mit B16F10-Melanomzellen wurden Veränderungen in den ILC3-Populationen in der Lunge beobachtet. Die Wechselwirkungen zwischen DCs und ILC3s sollten weiter untersucht werden, um das Potenzial zu ermitteln, das ihre Kommunikation für Gesundheit, Krankheit und die Entwicklung von Immuntherapien haben könnte.

Cistanche tubulosa – verbessert das Immunsystem

Schlüsselwörter:

dendritische Zelle (DC); Typ 3 angeborene lymphatische Zelle (ILC3); angeboren; Kommunikation

1. Einleitung

Angeborene lymphoide Zellen (ILCs) sind eine heterogene Gruppe von Leukozyten, die aus gewöhnlichen lymphoiden Vorläuferzellen stammen und entscheidende Funktionen bei der Gewebeentwicklung, -reparatur und -homöostase haben. ILCs wurden mit verschiedenen entzündlichen Erkrankungen in Verbindung gebracht, darunter entzündliche Darmerkrankungen, Psoriasis, Asthma und verschiedene Autoimmunerkrankungen [1]. Sie werden typischerweise in drei Hauptgruppen unterteilt: Typ 1 (ILC1), Typ 2 (ILC2) und Typ 3 (ILC3), basierend auf der Expression von Transkriptionsfaktoren, Zytokinprofilen und spezifischen phänotypischen Markern [2]. Natürliche Killerzellen (NK-Zellen) werden aufgrund ihrer Ähnlichkeiten manchmal als Untergruppe der ILC1s gruppiert; Es wurde jedoch gezeigt, dass NK-Zellen unterschiedliche Merkmale von ILC1s aufweisen, wie z. B. Transkriptionsfaktor-Expression und zytolytische Aktivität, die sie als ihren eigenen Subtyp von ILCs unterscheiden [3]. Viele betrachten NK-Zellen jedoch immer noch als eine Untergruppe von ILC1s [4]. Aufgrund ihrer ähnlichen Zytokinprofile, Transkriptionsfaktoren und immunologischen Funktionen gelten ILCs (NK-Zellen, ILC1s, ILC2s und ILC3s) als angeborene Gegenstücke zu Komponenten des adaptiven Immunsystems, die die zytotoxischen T-Lymphozyten Th1, Th2 und Th17 widerspiegeln Antworten bzw. [4]. Im Gegensatz zu T-Zellen fehlen ihnen jedoch Antigen-spezifische Rezeptoren [5].

DCs sind angeborene Leukozyten, die für die Auslösung von Immunantworten und Toleranz von entscheidender Bedeutung sind. Sie verfügen über Mustererkennungsrezeptoren, die mit Krankheitserregern und/oder Schäden verbundene molekulare Muster erkennen und sind die effizientesten Antigen-präsentierenden Zellen [6]. Durch Antigenpräsentation und Zytokinsekretion können DCs das Schicksal naiver T-Zellen bestimmen und entzündungsfördernde Reaktionen oder Immunsuppression auslösen. T-Zellen können dazu erzogen werden, ein Antigen als gefährlich zu erkennen und anzugreifen oder es als ungefährlich zu betrachten und einen tolerogenen Phänotyp anzunehmen [6]. DCs sind auch an der Aktivierung der angeborenen Immunität sowie der Ausbildung der adaptiven Immunität beteiligt. Durch direkten Kontakt oder die Produktion verschiedener Zytokine und löslicher Faktoren können DCs andere angeborene Leukozyten aktivieren und angeborene Immunantworten fördern [7].

Die Kraft von DCs wurde in Immuntherapien wie DC-Impfstoffen genutzt. DC-Impfstoffe werden durch die Isolierung von DCs aus einem Patienten oder die Isolierung von DC-Vorläufern und die Gewinnung von DCs hergestellt. Diese DCs werden ex vivo manipuliert, was die Reifung der DCs auf immunogene Weise beinhaltet. Die DCs sind auch mit spezifischen Antigenen beladen, auf die der Impfstoff abzielen soll, um gezielte immunogene Reaktionen zu entwickeln [8]. DC-Impfstoffe sind eine immuntherapeutische Plattform, die sich die Fähigkeit von DCs zunutze macht, das adaptive Immunsystem so zu trainieren, dass es antigenspezifische Reaktionen, insbesondere antigenspezifische zytotoxische T-Zellen, auslöst. Daher konzentrierte sich der Großteil der DC-Impfstoffforschung auf die Fähigkeit von DCs, das adaptive Immunsystem zu trainieren. In den letzten Jahren wurde jedoch gezeigt, dass die Beziehung zwischen DCs und NK-Zellen einen starken Einfluss auf die Antitumorimmunität hat, was für die Wirksamkeit der DC-Impfung von entscheidender Bedeutung ist [9–11]. Dies zeigt, wie wichtig es ist, andere Beziehungen zwischen DCs und verschiedenen angeborenen Leukozyten zu untersuchen und welchen Einfluss diese Kommunikation auf die Wirksamkeit von DC-Impfstoffen haben kann. Da NK-Zellen Teil der ILC-Familie sind und ILCs große Ähnlichkeit mit T-Zellen haben [5], bestand das Ziel der hier vorgestellten Studien darin, die mögliche Beziehung zwischen DCs und einem anderen Mitglied der ILC-Familie, ILC3s, zu untersuchen. Wir verwendeten eine von Monozyten abgeleitete DC-Impfstoffplattform (moDC), bei der DCs ex vivo aus murinen Knochenmarksvorläuferzellen erzeugt wurden. MoDC-Impfstoffe sind die häufigste Form von DC-Impfstoffen, da sie historisch gesehen am einfachsten herzustellen waren [12].

Vorteile von Cistanche für Männer: Stärkung des Immunsystems

Klicken Sie hier, um die Produkte von Cistanche Enhance Immunity anzusehen

【Fragen Sie nach mehr】 E-Mail:cindy.xue@wecistanche.com / Whats App: 0086 18599088692 / Wechat: 18599088692

ILC3s haben wichtige Funktionen bei der Darmhomöostase, der Immunität gegen extrazelluläre Bakterien und der Entwicklung von Lymphgewebe [5]. ILC3s können in Gruppen unterteilt werden, die sich in ihrer Expression von Oberflächenmarkern und der Zytokinproduktion unterscheiden. Allerdings exprimieren alle ILC3s ROR t [13]. Eine Untergruppe von ILC3 sind ILC3-lymphoide Gewebe-Induktorzellen, die für die Organogenese wichtig sind [14]. ILC3s können auch basierend auf der Expression des natürlichen Zytotoxizitätsrezeptors (NCR) unterteilt werden, bei Mäusen handelt es sich um die NKp46-Expression [15,16] und beim Menschen um die NKp44-Expression [17,18]. Daher gibt es NCR+ und NCR-ILC3, die Unterschiede in ihren funktionellen Kapazitäten und phänotypischen Eigenschaften aufweisen. Beispielsweise wurde vermutet, dass NCR+ ILC3s IL-22, aber nicht IL-17 produzieren, wohingegen NCR− ILC3s beide Zytokine produzieren können [19]. In einer aktuellen Studie von Fiancette et al. wurde jedoch gezeigt, dass NCR+ ILC3s in der Lage sind, eine geringe Menge an IL-17 zu produzieren [20]. Rankin et al. zeigten bei Mäusen, dass NCR+ ILC3s den Transkriptionsfaktor T-bet benötigen. Daher können NCR+/− ILC3s basierend auf der NKp46- und T-bet-Expression unterschieden werden. In den hier beschriebenen Studien wurden murinen ILC3s durch lineage−CD45+DX5−ROR t + definiert, wobei NCR+ ILC3s auch T-bet+NKp46+ und NCR−ILC3s T-bet−NKp46 waren − (Tabelle 1 und Anhang A Abbildungen A1–A3).

Tabelle 1. Durch Durchflusszytometrieanalyse definierte ILC3-Untergruppen.

Das Ziel dieser Forschung bestand darin, aufzuklären, ob es Kommunikationen zwischen DC-Impfstoffen und ILC3s gibt und welches Potenzial ihre Wechselwirkungen bei DC-Immuntherapien haben könnten. Es wurde gezeigt, dass ILC3s bei verschiedenen Krankheiten und Krebsarten eine Rolle spielen und daher Potenzial für verschiedene Immuntherapiekontexte haben. ILC3s sind in der Immunologie relativ neu und daher wurde ihr Einfluss auf Krankheiten und Behandlungen nur begrenzt erforscht. ILC3s reagieren auf äußere Reize, die ihre Aktivitäten bestimmen und bestimmen, ob sie das Fortschreiten oder die Unterdrückung von Tumoren fördern [21,22]. Ähnlich wie Th17-Zellen verfügen ILC3 über den Transkriptionsfaktor ROR t und produzieren Th17-Reaktionszytokine wie IL-17 und IL-22. IL-22 ist wichtig für die Kontrolle bakterieller Infektionen im Darm [16]. In einem Modell für bakterieninduzierten Dickdarmkrebs wurde jedoch gezeigt, dass IL-17 und IL-22 aus ILCs im Dickdarm zur Entstehung von Dickdarmkrebs beitrugen [23]. Darüber hinaus wurden ILC3s mit negativen Ergebnissen bei Brustkrebs in Verbindung gebracht [24]. Umgekehrt wurde ein Zusammenhang zwischen NCR+ ILC3s und tertiären lymphatischen Strukturen (TLS) und besseren klinischen Ergebnissen bei nichtkleinzelligem Lungenkrebs beobachtet [18]. Darüber hinaus untersuchte eine aktuelle Studie ILC3s bei Darmkrebs. Die Studie beobachtete einen Anstieg der ILC1s und einen Rückgang der ILC3s in Patientenproben von resezierten kolorektalen Tumoren im Vergleich zu entsprechenden nicht-malignen angrenzenden Geweben. RNA-Sequenzierung und Transkriptionsprofilierung ergaben, dass ILC3s in kolorektalen Tumoren im Vergleich zu nicht-malignen Geweben eine erhöhte Plastizität und unterschiedliche funktionelle Kapazitäten aufweisen. Interessanterweise deutete die RNA-Sequenzierung auch darauf hin, dass die tumorinfiltrierenden ILC3s eine hochregulierte Plastizität aufwiesen und zu einem ILC1-Phänotyp übergingen. Die Studie ergab, dass ILC3-Wechselwirkungen mit T-Zellen die Typ-I-Immunität unterstützen, und bei Darmkrebs sind diese Wechselwirkungen begrenzt, was die Antitumorreaktionen behindert. Dies unterstützt eine wichtige Funktion von ILC3s bei der Antitumorimmunität. Insgesamt zeigte die Arbeit die bedeutende Rolle, die ILC3s bei der Regulierung der immunologischen Homöostase und des Darmkrebses spielen [25]. Daher wird davon ausgegangen, dass ILC3 eine doppelte Rolle bei Gesundheit und Krankheit spielen. Sie können das Fortschreiten von Krebs fördern [23,24,26], aber auch zu Antitumorreaktionen beitragen [18,25,27,28]. Ihr Phänotyp und ihre Beiträge zu Krebs scheinen kontextabhängig zu sein, was auf die Möglichkeit hindeutet, ILC3s durch Immuntherapie zu manipulieren, um einen Phänotyp zu erhalten, der bei Antikrebsreaktionen hilft, anstatt das Fortschreiten des Tumors zu unterstützen. Somit stellen DC-basierte Impfstoffe eine mögliche Methode zur Beeinflussung der Tumormikroumgebung durch Manipulation der ILC-Phänotypen und ihrer Zytokinproduktion dar, was eine maßgeschneiderte Immunantwort je nach den Umständen ermöglichen und für die Krebsforschung von Nutzen sein könnte.

Da die Kommunikation zwischen DCs und ILC3s, insbesondere im Zusammenhang mit der DC-Impfung, nur begrenzt erforscht wurde, untersuchten die hier beschriebenen Studien die Veränderungen in ILC3-Populationen nach der Verabreichung eines DC-basierten Impfstoffs an Mäuse. In dieser Arbeit wurde eine Kommunikation zwischen einem DC-basierten Impfstoff und ILC3s beobachtet, die durch den anhaltenden Einfluss des Impfstoffs auf die ILC3-Reaktionen für mindestens 10 Tage nach der Immunisierung gezeigt wurde.

Cistanche tubulosa – verbessert das Immunsystem

2. Ergebnisse

2.1. Die Anzahl der NCR+- und NCR−-ILC3s stieg im lokalen Drainage-Lymphknoten nach der Verabreichung von DC-Impfstoffen an 

Ein DC-Impfstoff wurde hergestellt, indem DCs ex vivo aus murinen Knochenmarkszellen differenziert wurden. Diese DCs wurden stimuliert, um ihre Reifung zu fördern, sodass sie einen immunogenen Phänotyp erwerben würden. Anschließend wurden die DCs mit einem Peptid beladen. Da sich diese Studie auf die Art der Kommunikation zwischen zwei angeborenen Leukozyten, DCs und ILC3s, konzentriert, war das für die Herstellung des Impfstoffs ausgewählte Peptid für unser biologisches Modell absichtlich irrelevant, um zu vermeiden, dass antigenspezifische T-Zellen zu einer Störvariablen werden. Daher wurde der DC-Impfstoff mit einem aus Hühnerovalbumin gewonnenen Peptid beladen.

Um zu untersuchen, ob die DC-Impfung die ILC3-Populationen beeinflusst, haben wir zunächst untersucht, ob es Unterschiede in der Zellularität in der Nähe der Impfstelle gibt. Nach der DC-Impfung kam es zu Veränderungen im lokalen Drainage-Lymphknoten, zu denen auch ein Anstieg der Anzahl von ILC3 gehörte (Abbildung 1). Die Kinetik des Anstiegs der ILC3s zeigte, dass die ILC3s nach der DC-Impfung allmählich zunahmen (Abbildung 1b,c). Die Anzahl der NCR+- und NCR− ILC3s im lokalen Drainage-Lymphknoten wurde ermittelt und beide Subpopulationen nahmen nach der Verabreichung des DC-Impfstoffs zu. Obwohl sowohl die NCR+- als auch die NCR− ILC3-Population drei Tage nach der DC-Impfung ihren Höhepunkt erreichten, kehrten die NCR− ILC3 sieben Tage nach der Immunisierung zu homöostatischen Zahlen zurück, während die Anzahl der NCR+ ILC3 im Vergleich zu scheinbehandelten Kontrollmäusen signifikant höher blieb.

Abbildung 1. Die Anzahl der natürlichen Zytotoxizitätsrezeptoren (NCR)+ und NCR− Typ 3 angeborenen lymphoiden Zellen (ILC3s) stieg im lokalen Drainage-Lymphknoten nach der DC-Immunisierung. Weibliche C57BL/6-Mäuse wurden über Injektionen in die Hinterpfoten mit DC-Impfstoffen geimpft. Popliteale Lymphknoten wurden auf ILC3-Populationen untersucht. (a) Die Gesamtzahl der Zellen im Lymphknoten wurde bestimmt. Akkumulation von (b) NCR− ILC3s und (c) NCR+ ILC3s im Lymphknoten und der Prozentsatz der CD{{10}}-Zellen im Lymphknoten, die (d) NCR− ILC3s und (e) waren NCR+ ILC3s. Jeder Balken stellt Daten von vier Kniekehlenlymphknoten dar. Zu jedem Zeitpunkt wurde ein Student-t-Test verwendet, um signifikante Unterschiede zwischen den mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) geimpften Kontrollmäusen und den mit dem DC-Impfstoff geimpften Mäusen zu bestimmen (p-Werte * < 0.{{ 21}}5, ** < 0.005, *** < 0.0005 und **** < 0.0001). Repräsentative Punktdiagramme, die die durchschnittliche Anzahl von (f) NCR− ILC3s und (g) NCR+ ILC3s im drainierenden poplitealen Lymphknoten zeigen. Die Grafiken zeigen den Mittelwert mit der Standardabweichung.

2.2. DC-Impfstoffe steigerten die ILC3-Zytokinproduktion in der Milz, ohne die Gesamtzahl der Milz-ILC3 zu verändern

Als nächstes wurden systemische Veränderungen in ILC3-Populationen untersucht, indem die Milz, das größte sekundäre lymphatische Organ [29], eine Woche nach der DC-Impfung, dem Standardzeitpunkt unseres Labors für die systemische Bewertung von Veränderungen in Leukozyten, untersucht wurde. Es wurde kein signifikanter Unterschied in der Gesamtzahl der NCR+- oder NCR−-ILC3s in der Milz beobachtet (Abbildung 2).

Abbildung 2. Nach der DC-Immunisierung gab es keine Veränderungen in der Anzahl der Milz-ILC3. Weibliche C57BL/6-Mäuse (n=8 [PBS] oder 10 [DC]) wurden über Hinterpfoteninjektionen mit DC-Impfstoffen geimpft. Eine Woche nach der Inokulation wurden die Milzen entnommen und auf ILC3-Populationen untersucht. Gesamtzahl der Milz von (a) NCR− ILC3s und (b) NCR+ ILC3s (und die geometrische mittlere Fluoreszenzintensität von T-bet für NCR+ ILC3s) und der Prozentsatz der Milz-CD45+-Zellen, die (c) NCR− waren ILC3s und (d) NCR+ ILC3s wurden durch Durchflusszytometrieanalyse überwacht und quantifiziert. Ein Student-t-Test wurde verwendet, um die Signifikanz zwischen den Populationen der mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) inokulierten Kontrollmäuse und der mit DC inokulierten Mäuse zu bestimmen. Die Mittelwerte unterschieden sich nicht signifikant. Repräsentative Punktdiagramme, die die durchschnittliche Anzahl der NCR− ILC3s und NCR+ ILC3s der Milz (e) zeigen. Die Standardabweichung und der Mittelwert werden durch die Diagrammbalken und Fehlerbalken dargestellt.

Da die ILC3-Zytokinprofile durch Umweltfaktoren beeinflusst werden können, wurde die ILC3-Produktion von IL-22 und IL-17 in der Milz eine Woche nach der DC-Impfung gemessen. Bei Mäusen, die mit DC-Impfstoffen behandelt wurden, gab es im Vergleich zu den Kontrollmäusen einen Anstieg der ILC3s, die IL-17 oder IL-22 oder beide Zytokine produzierten (Abbildung 3).

Abbildung 3. Nach der DC-Immunisierung kam es zu einem Anstieg der Milz-ILC3, die IL-17 und IL-22 produzieren. Weibliche C57BL/6-Mäuse (n=12–18) wurden über eine Hinterpfoteninjektion mit DC-Impfstoffen geimpft. Die Kontrollmäuse wurden mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) behandelt. Eine Woche nach der Immunisierung wurde die Milz entnommen und auf IL-17-- und IL{{10}}produzierende ILCs untersucht. Die Anzahl der Abstammungs-CD127+DX5−-Zellen, die (a) IL-17, (b) IL-22 und (c) sowohl IL-17 als auch IL{{ 16}} und ihre entsprechenden geometrischen mittleren Fluoreszenzintensitäten wurden mittels intrazellulärer Zytokinfärbung und Durchflusszytometrie bestimmt. Die Daten wurden mithilfe eines Zwei-Wege-ANOVA-Tests analysiert (p-Werte * < 0.05, ** < 0,005). (d) Repräsentative Punktdiagramme zeigen die durchschnittliche Anzahl von Milz-CD45+-Linien-CD127+DX5-Zellen, die IL-17 und/oder IL-22 produzieren. Die Grafiken zeigen den Mittelwert mit der Standardabweichung.

2.3. ILC3-Subpopulationen nach DC-Immunisierung und Belastung mit B16F10-Melanomzellen

ILC3s können beim Fortschreiten des Krebses eine doppelte Rolle spielen, indem sie sowohl zu pro- als auch zu antitumorigenen Reaktionen beitragen [22]. Daher wurde der Einfluss der DC-Impfung auf die ILC3-Reaktionen im Krebskontext untersucht. Mäuse wurden mit DC-Impfstoffen behandelt und eine Woche später intravenös mit B16F10-Melanomzellen infiziert, was zu einer Besiedlung der Lunge führte. Da, wie bereits erwähnt, nur Komponenten der angeborenen Immunität untersucht wurden, konnte die Antigen-spezifische Bildung durch den Impfstoff in unseren Experimenten nicht beurteilt werden, und daher exprimierte das verwendete Melanommodell kein Ovalbumin, wodurch das Peptid auf die DCs geladen wurde irrelevant. Das kinetische Experiment (Abbildung 1) zeigte, dass lokale Reaktionen von ILC3s innerhalb von drei Tagen beobachtet werden konnten. Daher wurden drei Tage nach der Exposition die Anzahl der ILC3-Subpopulationen und ihre Fähigkeit, Zytokine zu produzieren, in Milz und Lunge untersucht. Ähnlich wie in der Milz naiver Mäuse beobachtet, gab es keinen signifikanten Unterschied in der Gesamtzahl der NCR+- und NCR−-ILC3 in der Milz zwischen der Kontrollgruppe und der DC-immunisierten Gruppe (Abbildung 4). Anders als im naiven Modell kam es in der Milz jedoch nicht mehr zu Veränderungen in der Produktion von IL-17 und/oder IL-22 (Abbildung 5).

Abbildung 4. Es gab keine Veränderung in der Gesamtzahl der Milz-ILC3 nach DC-Impfung und Belastung mit B16F10-Melanomzellen. Weibliche C57BL/6-Mäuse (n=10) wurden über eine Injektion in die Hinterpfoten mit DC-Impfstoffen geimpft und eine Woche später wurden den Mäusen über eine Injektion in die Schwanzvene 3 × 105 B16F10-Zellen verabreicht. Drei Tage nach der B16F10-Verabreichung wurden Milzen entnommen und auf die Anhäufung von ILC3-Populationen untersucht. Die Anzahl der (a) NCR− ILC3s und (b) NCR+ ILC3s der Milz (und die geometrische mittlere Fluoreszenzintensität von T-bet für NCR+ ILC3s) und der Prozentsatz der Milz-CD45+-Zellen, die (c) NCR− waren ILC3s und (d) NCR+ ILC3s wurden durch Durchflusszytometrie überwacht und quantifiziert. Ein Student-T-Test wurde verwendet, um die Signifikanz zwischen den Populationen der mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) behandelten Kontrollmäuse und den DC-geimpften Mäusen zu bestimmen. Die Mittelwerte unterschieden sich nicht signifikant. Repräsentative Punktdiagramme zeigen die durchschnittliche Anzahl der NCR− ILC3s und NCR+ ILC3s in der Milz (e). Der Mittelwert und die Standardabweichung werden mit den Balkendiagrammen und Fehlerbalken dargestellt.

Abbildung 5. Es gab keine Veränderung in der Anzahl der Milz-IL-17 und/oder IL-22--produzierenden ILCs nach DC-Impfung und Belastung mit B16F10-Melanomzellen. Weibliche C57BL/6-Mäuse (n=10) wurden über eine Injektion in die Hinterpfoten mit DC-Impfstoffen geimpft und eine Woche später wurden 3 × 105 B16F10-Zellen intravenös verabreicht. Drei Tage später wurden die Milzen entnommen und auf die Produktion von ILC3-Zytokinen untersucht. Die Anzahl der Abstammungs-CD127+DX5--Zellen, die (a) IL-17, (b) IL-22 und (c) beide IL-17 und produzieren IL-22 und ihre entsprechenden geometrischen mittleren Fluoreszenzintensitäten wurden mittels intrazellulärer Zytokinfärbung und Durchflusszytometrie bestimmt. Die Daten wurden mithilfe eines Zwei-Wege-ANOVA-Tests analysiert und es wurde kein signifikanter Unterschied zwischen den DC-geimpften Mäusen und den mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) behandelten Kontrollen festgestellt. (d) Repräsentative Punktdiagramme zeigen die durchschnittliche Anzahl von Milz-CD45+Abstammungs-CD127+DX5--Zellen, die IL-17 und/oder IL-22 produzieren.

Die intravenöse Injektion von B16F10-Zellen über die Schwanzvene ist ein häufiges Mausmodell für synthetische Melanommetastasen in der Lunge [30]. Daher wurden auch die Lungen untersucht, um die Anzahl der ILC3-Subpopulationen zu bestimmen und deren Produktion von Zytokinen zu beurteilen.

Es gab einen Rückgang der Anzahl der NCR− ILC3s bei gleichzeitigem Anstieg der Anzahl der NCR+ ILC3s (Abbildung 6). Es wurde jedoch keine Wirkung der DC-Impfung auf die ILC3-vermittelte Zytokinproduktion in der Lunge beobachtet (Abbildung 7).

Abbildung 6. Nach DC-Immunisierung und Belastung mit B16F10-Zellen kam es zu numerischen Veränderungen in den ILC3-Subpopulationen in der Lunge. Weibliche C57BL/6-Mäuse (n=10) erhielten DC-Impfstoffe über eine Injektion in die Hinterpfoten und eine Woche später wurden 3 × 105 B16F10-Zellen intravenös verabreicht. Drei Tage nach der Belastung wurden die Lungen mittels Durchflusszytometrie auf die Anzahl von (a) NCR− ILC3s und (b) NCR+ ILC3s (und die geometrische mittlere Fluoreszenzintensität von T-bet für NCR+ ILC3s) und den Prozentsatz an CD{ untersucht. {18}}-Zellen, die (c) NCR− ILC3s und (d) NCR+ ILC3s waren. Ein Student-t-Test wurde verwendet, um die Signifikanz zwischen den Subpopulationen in den mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) behandelten Kontrollmäusen und den DC-geimpften Mäusen zu bestimmen (p-Werte *<0.05, *** <0.0005, and **** < 0.0001). Representative dot plots showing the average number of pulmonary (e) NCR− ILC3s and NCR+ ILC3s. The graphs display the mean with the standard deviation.

Abbildung 7.Es gab keine Veränderung in der Anzahl der ILC3s, die IL-17 und/oder IL-22 in der Lunge produzieren, nach DC-Impfung und Belastung mit B16F10-Melanomzellen. Weibliche C57BL/6-Mäuse (n=10) wurden über eine Injektion in die Hinterpfoten mit DC-Impfstoffen geimpft und eine Woche später wurden ihnen 3 × 105 B16F10-Zellen intravenös verabreicht. Drei Tage später wurden die Lungen entnommen und auf ILC3-vermittelte Zytokinproduktion untersucht. Die Anzahl der lineage-CD127+DX5−-Zellen, die (a) IL-17, (b) IL-22, und (c) Sowohl IL{{0}} als auch IL-22 und ihre entsprechenden geometrischen mittleren Fluoreszenzintensitäten wurden mithilfe intrazellulärer Zytokinfärbung und Durchflusszytometrie bestimmt. Die Daten wurden mithilfe eines Zwei-Wege-ANOVA-Tests analysiert (p-Werte *** < 0,0005). Es gab keinen signifikanten Unterschied in der Gesamtzahl der IL-22--produzierenden, IL-17--produzierenden und IL-22- und IL-17-Multizytokin-produzierenden Abstammungslinien-CD{{ 12}}DX5− Zellen. (d) Repräsentative Punktdiagramme, die die durchschnittliche Anzahl pulmonaler CD45+-Abstammungs-CD127+DX5−-Zellen zeigen, die IL-17 und/oder IL-22 produzieren. Die Standardabweichung und der Mittelwert werden durch die Diagrammbalken und Fehlerbalken dargestellt.

3. Diskussion

Ziel der hier beschriebenen Studien war es, mögliche Kommunikationen zwischen ILC3s und DCs im Zusammenhang mit einem DC-Impfstoff zu untersuchen. Nach der DC-Impfung kam es zu einem Anstieg der Anzahl sowohl der NCR+- als auch der NCR−-ILC3-Subpopulationen in den Drainage-Lymphknoten (Abbildung 1), was auf eine lokale Kommunikation zwischen dem DC-Impfstoff und den ILC3-Subpopulationen hindeutet. Allerdings hatte die Kommunikation zwischen DCs und NCR+ ILC3 einen länger anhaltenden Einfluss auf die Gesamtzahl der NCR+ ILC3s als die zwischen DCs und NCR− ILC3s beobachtete. Dies deutete darauf hin, dass DCs abhängig von ihrer Expression von NCRs möglicherweise einzigartige Wechselwirkungen mit ILC3s haben. Sieben Tage nach der DC-Impfung (Abbildung 2) oder zehn Tage nach der DC-Impfung und drei Tage nach der B16F10-Melanomzellexposition (Abbildung 4) wurde keine Veränderung in der Anzahl der ILC3-Subpopulationen in der Milz beobachtet. Unsere Methoden zur Untersuchung von ILC3s auf ihre IL-17- und IL-22-Produktion weisen eine Einschränkung auf, da sie sowohl die translationalen als auch die transkriptionellen Reaktionen aufgrund der In-vitro-Restimulation von Zellen zeigen. Allerdings haben wir in allen Experimenten eine experimentelle Kontrolle hinzugefügt, nämlich die Behandlung ohne Stimulation in vitro, um festzustellen, was ILC3s als Reaktion auf das in vivo empfangene Signal produzieren. Wie in den Abbildungen 3d, 5d und 7d dargestellt, produzierten die Zellen, die keine In-vitro-Stimulation erhielten, IL-17 und IL-22. Obwohl sich die Anzahl der Milz-ILC3-Zellen nicht änderte (Abbildung 2), war die Zytokinproduktion der ILC3-Subpopulationen sieben Tage nach der DC-Impfung unterschiedlich (Abbildung 3). Dies deutet darauf hin, dass die DC-Impfung die Funktionalität von ILC3-Antworten beeinflussen könnte, ohne sie numerisch zu beeinflussen. Da es sich um Bestandteile des angeborenen Immunsystems handelt, könnte der Transport von ILC3 in und aus Gewebe innerhalb weniger Tage stattgefunden haben, wodurch die Erkennung behandlungsbedingter numerischer Unterschiede sieben bis zehn Tage nach der DC-Impfung verhindert wird. Hinweise darauf wurden im DC-Impfstoff-ableitenden Lymphknoten beobachtet, wo die Anzahl der ILC3 im Laufe von drei Tagen anstieg und dann abzunehmen begann (Abbildung 1). Daher kann es zu numerischen Veränderungen in den ILC3-Subpopulationen in der Milz gekommen sein, die übersehen wurden, weil sie am siebten Tag nach der DC-Immunisierung wieder zu homöostatischen Zahlen zurückgekehrt waren. Dennoch konzentrierten sich die Studien auf länger anhaltende Reaktionen im Gegensatz zu kurzfristigen vorübergehenden Reaktionen und untersuchten diesen Weg daher nicht weiter. Obwohl sich die Anzahl der Milz-ILC3-Subpopulationen nicht von denen der Kontrollgruppen unterschied, waren ihre Zytokinprofile interessanterweise verändert (Abbildung 3). Die Produktion von IL-22 und IL-17 war in Milz-ILC3s erhöht, was zeigt, dass die DC-Impfung einen systemischen Effekt auf ILC3s hatte. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass die DC-Impfung keinen Einfluss auf die Menge der ILC3 in der Milz hatte, wohl aber auf deren Funktionalität.

Obwohl es sieben Tage nach der DC-Immunisierung in der Milz tumorfreier Mäuse einen anhaltenden Effekt auf die ILC3--abgeleitete Zytokinproduktion gab, war dieser Einfluss auf ILC3s in der Milz drei Tage nach der intravenösen Belastung mit B16F10-Melanomzellen nicht nachweisbar ( Abbildung 5). Der DC-Impfstoff schien im tumorfreien Modell ILC3-Populationen zu stimulieren, die bei Tumorexposition unterdrückt wurden. Da ILCs stark von ihrer Umgebung beeinflusst werden, könnte dies darauf hindeuten, dass die Kommunikation zwischen den DCs im Impfstoff und ILC3s auf das tumorfreie Modell beschränkt war. Umgekehrt könnte dies auch auf die Mobilisierung vorbereiteter ILC3s an andere Stellen im Körper zurückzuführen sein, an denen sich die B16F10s möglicherweise angesammelt und eine Mikroumgebung aufgebaut haben, die die Rekrutierung von Leukozyten induziert.

Zehn Tage nach der DC-Impfung und drei Tage nach der B16F10-Zell-Provokation wurde eine Verschiebung der ILC3-Subpopulationen in der Lunge beobachtet, verglichen mit den nicht DC-geimpften Kontrollmäusen, denen nur B16F10-Zellen verabreicht wurden. Insbesondere kam es in der Lunge zu einem Anstieg der Anzahl der NCR+ ILC3 und zu einem Rückgang der NCR− ILC3 (Abbildung 6). T-bet ist ein Transkriptionsfaktor, der mit Th1-Reaktionen assoziiert ist [31]. Daher deutete der Anstieg der NCR+ ILC3s, die T-bet exprimieren, auf eine mögliche Förderung der Typ-1-Immunität hin. Dies könnte eine vorteilhafte ILC3-Antwort im Krebskontext sein, wo normalerweise Typ-1-Immunantworten erwünscht sind.

Vorteile von Cistanche für Männer: Stärkung des Immunsystems

Es wurde gezeigt, dass NCR+ ILC3s aus einer Untergruppe von NCR− ILC3s abgeleitet werden können [16]. Daher könnte der Anstieg der NCR+ ILC3s und der Rückgang der NCR− ILC3s auf eine Stimulation zurückgeführt werden, die einen Wechsel der NCR− ILC3s zu NCR+ ILC3s auslöste. Wenn die ILC3 einen Phänotypwechsel von NCR− zu NCR+ durchlaufen hätten, wären sie möglicherweise während oder kurz nach dem Wechsel und während der Anpassung an die Umgebung und ihren neuen Phänotyp nicht in der Lage gewesen, Zytokine zu produzieren. Daher könnte ihre Zytokinproduktion während des Phänotypwechsels gestoppt oder verzögert worden sein, was erklären könnte, warum es keine Veränderungen in der ILC3-vermittelten IL-17- und/oder IL-22-Produktion gab die Lunge (Abbildung 7). Es ist jedoch auch möglich, dass die DC-Impfung zu diesem Zeitpunkt einfach keinen Einfluss auf die Zytokinproduktion durch ILC3s in der Lunge hatte.

4. Materialien und Methoden

Ethikgenehmigung

Alle Mäusestudien wurden gemäß dem Tiernutzungsprotokoll Nr. 3807 unter der Aufsicht des Tierpflegepersonals der University of Guelph durchgeführt.

Mäuse

Weibliche C57BL6-Mäuse wurden von Charles River Laboratories im Alter von fünf bis acht Wochen erhalten. Die Mäuse wurden in einer kontrollierten Umgebung in der Tierisolierstation der University of Guelph gehalten und hatten vor Beginn der Experimente eine Woche Zeit, sich zu akklimatisieren. Die Mäuse wurden ad libitum gefüttert und mit Wasser versorgt.

Dendritische Zellkulturen

Die Oberschenkel- und Schienbeine weiblicher C57BL6-Mäuse wurden entnommen und die Knochenenden abgeschnitten. Mit einer Spritze wurde das Knochenmark der Schienbeine und Oberschenkelknochen mit PBS in eine Petrischale gespült. Das Knochenmark wurde zu einer Einzelzellsuspension resuspendiert und mit einem Hämozytometer gezählt. Die Zellen wurden dann in Medium (RPMI [HyClone Cat# SH30027.01] mit 2-Mercaptoethanol [Gibco Ref# 21985-023], 1 % Penicillin/Streptomycin [HyClone Cat# SV30010] und 10 % resuspendiert. fötales Rinderserum [VWR Cat#97068-085]) auf eine Konzentration von 1,25 × 106 Zellen pro ml, ergänzt mit 20 ng/ml Granulozyten-Makrophagen-Kolonie-stimulierender Faktor (GM-CSF) (Biolegend Cat#576308) und Aliquotiert in 25-cm2-Kulturflaschen, 5 ml pro Flasche. Die Kulturen wurden in befeuchtete Inkubatoren bei 37 °C und 5 % CO2 gegeben und 7 Tage lang wachsen gelassen. Am zweiten Tag der Kultur wurden 5 ml frisches Medium mit 20 ng/ml GM-CSF hinzugefügt. Am fünften Tag wurden 5 ml jeder Kultur zentrifugiert und der Überstand entfernt. Die Zellen wurden in 5 ml frischem Medium mit 20 ng/ml GM-CSF resuspendiert und erneut in die Kulturflaschen gegeben. Die Kulturen wurden am 7. Tag geerntet und für die Impfung vorbereitet.

Vorbereitung der Impfung gegen dendritische Zellen

Die Kulturen dendritischer Zellen (DC) wurden in ein konisches 50-ml-Röhrchen überführt und mit einem Hämozytometer gezählt. Die Zellen wurden mit 100 ng/ml Lipopolysaccharid (LPS) aus Escherichia coli O55:B5 (Sigma Cat#L2880) und 1 µg/ml Hühnerovalbumin (OVA)257–264 (SIIN) (PepScan Systems, Lelystad, Niederlande) stimuliert. für 1 Stunde in einem Inkubator bei 37 ◦C mit 5 % CO2. Anschließend wurden die Zellen dreimal mit PBS gewaschen und auf eine Konzentration von 5 × 105 Zellen pro 30 µL resuspendiert. Die Impfstoffe wurden in Dosen von 5 × 105 Zellen pro 30 µL PBS verabreicht.

Gewebeverarbeitung

Die Lymphknoten und Milzen wurden geerntet und in Petrischalen mit 2 ml Hanks-gepufferter Kochsalzlösung (HBSS) gegeben. Sie wurden mit der Rückseite eines 3-ml-Spritzenstopfens in Einzelzellsuspensionen gepresst. Die Einzelzellsuspensionen wurden unter Verwendung eines Zellsiebs mit einer Porengröße von 7 0 µm in ein konisches 50 ml-Röhrchen filtriert. Die Lymphknoten wurden mit einem Hämozytometer gezählt. Die Milzen wurden zentrifugiert, der Überstand entfernt und die Zellen in ACK-Lysepuffer (8,29 g NH4Cl [0,15 M], 1 g KHCO3 [10,0 mM], 37,2 mg Na2EDTA [0,1 mM] resuspendiert 1 ml Milli-Q-Wasser) und fünf Minuten ruhen lassen, um die Erythrozyten zu lysieren. Die Zellen wurden zweimal mit HBSS gewaschen, bevor sie im Medium resuspendiert und mit einem Hämozytometer gezählt wurden.

Die Lungen wurden entnommen und gewogen, bevor sie in ein gentleMACSTM-Röhrchen gegeben wurden, das 1 mg/ml Kollagenase IV (Gibco Ref#17104-019) und 5 µg/ml DNase I (Roche Ref#11284932001) in HBSS enthielt. Mit dem gentleMACSTM-Dissoziator wurden die Proben dem Lungenprotokoll A unterzogen und anschließend 20 Minuten lang in einem Inkubator bei 37 °C und 5 % CO2 inkubiert. Die Proben wurden dann dem Lungenprotokoll B auf dem gentleMACSTM-Dissoziator unterzogen. Den Proben wurde das doppelte Probenvolumen HBSS zugesetzt, um die Enzymreaktion zu neutralisieren. Die Proben wurden durch ein Zellsieb mit einer Porengröße von 70 µm in ein konisches 50-ml-Röhrchen filtriert. Anschließend wurden die Zellen zweimal mit HBSS gewaschen und in ACK-Lysepuffer resuspendiert. Nach fünf Minuten in ACK-Lysepuffer wurden die Zellen zweimal mit HBSS gewaschen und im Medium resuspendiert.

Zytokin-Reaktionstest

Die Einzelzellsuspensionen aus den Gewebeproben wurden in Duplikaten in Platten mit 96-Vertiefungen ausgesät, wobei eine Vertiefung als Kontrolle ohne Stimulation behandelt wurde und die andere Vertiefung eine Stimulanzienbehandlung erhielt. Die nicht stimulierten Vertiefungen erhielten nur Medien und die mit Stimulanzien behandelten Vertiefungen erhielten 10 ng/ml Phorbolmyristatacetat (PMA) und 1.500 ng/ml Ionomycin in Medien. Die Zellen wurden eine Stunde lang bei 37 °C und 5 % CO2 in einen Inkubator gestellt. Anschließend wurde Brefeldin A (GolgiPlug, Biolegend Cat#420601) (100-fache Verdünnung) in alle Probenvertiefungen gegeben und die Platte für weitere vier Stunden wieder in den Inkubator gestellt. Anschließend wurden die Zellen zweimal mit PBS gewaschen und zur Analyse mittels Durchflusszytometrie gefärbt.

B16F10-Melanomzellen

B16F10-Zellen wurden aus flüssigem Stickstoff aufgetaut und mit einem Hämozytometer gezählt. Die Zellen wurden dann in Medien (Dulbeccos modifiziertes Eagles-Medium mit hohem Glucosegehalt [HyClone Cat#SH3002201] mit 1 % Penicillin/Streptomycin [HyClone Cat# SV30010] und 10 % Rinderkalbsserum [VWR Cat#10158-358]) resuspendiert eine Konzentration von 1 × 105 Zellen pro ml. Die B16F10-Zellen wurden dann in Kulturflaschen aliquotiert und in einen Inkubator bei 37 °C mit 5 % CO2 gegeben. Um die B16F10-Zellen für die Verabreichung vorzubereiten, wurden die Zellen aus den Kulturflaschen in ein konisches 50-ml-Röhrchen überführt, mit PBS gewaschen und dann in PBS resuspendiert. Die Zellen wurden mit einem Hämozytometer gezählt und in PBS resuspendiert, um Dosen von 3 × 105 Zellen pro 200 µL zu ergeben.

Intrazelluläre Zytokin-Antikörperfärbung

Die Zellen wurden in {{0}}Well-Platten ausgesät und in Fc-Block (Anti-CD16/CD32, BioLegend Cat#101320) resuspendiert und 15 Minuten bei 4 °C inkubiert. Die Zellen wurden zweimal mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung mit 0,5 % Rinderserumalbumin (FACS-Puffer) gewaschen und dann in einem Mastermix aus zelloberflächenfärbenden Antikörpern (CD45, BioLegend Cat#103132; NKp46, BioLegend Cat#137617; DX5, BioLegend Cat#108919; CD127, BioLegend Cat#135007; Lineage Cocktail, BioLegend Cat#133311) und 20 Minuten bei 4 Grad inkubiert. Die Zellen wurden zweimal mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung gewaschen und in Zombie Aqua Fixable Viability Dye (FVD) (BioLegend Cat#423101) resuspendiert und 30 Minuten bei 4 °C inkubiert. Mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung wurden die Zellen zweimal gewaschen, bevor sie in Fixierungspuffer (BioLegend Cat#420801) resuspendiert wurden. Die Zellen wurden 20 Minuten lang bei 4 °C inkubiert. Nach der Fixierung wurden die Zellen zweimal mit Permeabilisierungspuffer (BioLegend Cat#421002) gewaschen. Die Zellen wurden in einem Mastermix aus intrazellulär färbenden Antikörpern (IL-22, BioLegend Cat#516404; IL-17A, eBioscience Cat# 17-7177-81) resuspendiert und bei 4 °C inkubiert 20 Minuten. Die Zellen wurden zweimal mit Permeabilisierungspuffer gewaschen, dann in FACs-Puffer resuspendiert und dann mit einem BD FACSCantoTM II-Durchflusszytometer verarbeitet und mit der BD FACSDivaTM-Software analysiert.

Vorteile von Cistanche für Männer: Stärkung des Immunsystems

Transkriptionsfaktor-Antikörperfärbung

Die Zellen wurden in {{0}}Well-Platten ausgesät und in einem FC-Block (Anti-CD16/CD32 BioLegend Cat# 101320) resuspendiert und 15 Minuten bei 4 °C inkubiert. Die Zellen wurden zweimal mit FACs-Puffer (0,5 % in Rinderserumalbumin [HyClone Cat# SH30574.02] in PBS) gewaschen und dann in einem Mastermix aus zelloberflächenfärbenden Antikörpern (CD45, BioLegend Cat#103132; NKp46) resuspendiert , BioLegend Cat#137617; DX5, BioLegend Cat# 108919; CD127, BioLegend Cat#135007; Lineage Cocktail, BioLegend Cat#133311) und 20 Minuten bei 4 °C inkubiert. Anschließend wurden die Zellen mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung gewaschen, zweimal in FVD (BioLegend Cat#423101) resuspendiert und 20 Minuten bei 4 °C inkubiert. Die Zellen wurden zweimal mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung gewaschen und in Maus-FoxP3-Fixierungspuffer (BD Pharmingen BD Sciences Cat#51-9006124) resuspendiert und 30 Minuten bei 4 °C inkubiert. Nach der Fixierung wurden die Zellen mit Maus-FoxP3-Permeabilisierungspuffer (BD Pharmingen BD Sciences Cat# 51-9006125) gewaschen, in FoxP3-Permeabilisierungspuffer resuspendiert und 30 Minuten bei 37 °C inkubiert. Die Zellen wurden in Transkriptionsfaktor-Antikörpern (ROR gamma(t), eBioscience Cat#17-6988-82; T-bet, eBioscience Cat# 12-5825-82) resuspendiert und 20 Minuten bei 4 °C inkubiert. Die Zellen wurden zweimal mit Permeabilisierungspuffer gewaschen, dann in FACs-Puffer resuspendiert und mit einem BD FACSCantoTM II-Durchflusszytometer und der BD FACSDivaTM-Software analysiert.

statistische Analyse

Milz- und Lungenpopulationen von NCR+- und NCR− ILC3s wurden mithilfe ungepaarter t-Tests analysiert. Die Populationsanalyse des kinetischen Experiments wurde mithilfe der gewöhnlichen einfaktoriellen Varianzanalyse (ANOVA) und des Tukey-Mehrfachvergleichstests verglichen. Die Zytokinanalyse in Milz und Lunge wurde mithilfe der Zwei-Wege-ANOVA und des Mehrfachvergleichstests nach Šídák untersucht. Die Mittelwerte für die Behandlungsgruppen wurden als signifikant unterschiedlich mit einem p-Wert < 0.05 definiert.

Gating-Strategie

Zunächst wurden die Lymphozyten mithilfe des Vorwärtsstreubereichs (FSC-A) und des Seitwärtsstreubereichs (SSC-A) gesteuert. Anschließend wurden Dublettzellen mithilfe von FSC-A und FSC-Höhe (FSC-H) ausgeschlossen. Lebende Zellen wurden aktiviert, indem die Zellen als FVD-negativ angesehen wurden. Anschließend wurden CD127+- und Lineage-Cocktail-Zellen verwendet, um die ILCs einzugrenzen. Anschließend wurden die CD45+-Zellen aktiviert. Um sicherzustellen, dass alle NK-Zellen ausgeschlossen wurden, wurde dann DX5− eingeschaltet. Zur Transkriptionsfaktoridentifizierung von ILC3s wurden dann ROR-t+-Zellen aktiviert, und aus diesen Zellen waren NCR+-ILC3s T-bet+ und NKp46+ und NCR−-ILC3s T-bet− und NKp46. Zur Identifizierung von Zytokinen wurden nach dem Gating auf Lymphozyten einzelne Zellen, lebende Zellen und die CD127+-Abstammungslinie – CD45+, IL-17 und IL-22 auf as gated wird von ILC3s produziert, da ILC3s die einzigen Zellen in diesem letzten Tor wären, die IL-22 und IL-17 produzieren könnten.

Vorteile von Cistanche für Männer: Stärkung des Immunsystems

5. Schlussfolgerungen

Obwohl die erhöhte ILC3-abgeleitete IL-17- und IL-22-Produktion in der Milz, die im tumorfreien Modell beobachtet wurde, im Tumor-Challenge-Modell verloren ging, gab es eine entgegengesetzte Verschiebung bei NCR+ und NCR-ILC3-Populationen in der Lunge. Dies legt nahe, dass die DC-Impfung die ILC3s sowohl im Tumor-Challenge-Modell als auch in den tumorfreien Mäusen beeinflusst haben könnte. Die Auswirkung dieser Beziehung zwischen den DCs im Impfstoff und den ILC3s auf die Antitumorreaktionen ist jedoch weiterhin unbekannt und stellt eine zukünftige Forschungsrichtung dar. Somit zeigen die hier beschriebenen Studien, dass es sowohl bei tumorfreien als auch bei tumortragenden Mäusen zu Kommunikationen zwischen DC-basierten Impfstoffen und ILC3-Subpopulationen kommt. Diese Kommunikation und ihre nachfolgenden Auswirkungen auf die Immunantwort scheinen komplex zu sein. Diese Beobachtungen tragen zur Literatur bei, die versucht, die Beziehung zwischen DC-Impfstoffen und ILC3s zu entschlüsseln, um verbesserte DC-Impfstrategien zu entwickeln. Wir empfehlen weitere Studien, die das Potenzial für die Entwicklung von Impfstrategien untersuchen, die diese Kommunikation modulieren können, um ILC3-Reaktionen zu optimieren, um Anti-Tumor-Reaktionen zu unterstützen und die Unterstützung von Pro-Tumor-Reaktionen zu begrenzen.

Verweise

1. Crinier, A.; Vivier, E.; Bléry, M. Helferähnliche angeborene Lymphzellen und Krebsimmuntherapie. Semin. Immunol. 2019, 41, 101274. [CrossRef] [PubMed]

2. Salimi, M.; Wang, R.; Yao, X.; Li, X.; Wang, X.; Hu, Y.; Chang, X.; Fan, P.; Dong, T.; Ogg, G. Aktivierte angeborene Lymphzellpopulationen reichern sich in menschlichen Tumorgeweben an. BMC Cancer 2018, 18, 341. [CrossRef] [PubMed]

3. Spits, H.; Bernink, JH; Lanier, L. NK-Zellen und angeborene Lymphoidzellen vom Typ 1: Partner in der Wirtsabwehr. Nat. Immunol. 2016, 17, 758–764. [CrossRef] [PubMed]

4. Bruchard, M.; Ghiringhelli, F. Entschlüsselung der Rolle angeborener lymphoider Zellen bei Krebs. Vorderseite. Immunol. 2019, 10, 656. [CrossRef]

5. Mazzurana, L.; Rao, A.; Van Acker, A.; Mjösberg, J. Die Rolle angeborener Lymphzellen im menschlichen Immunsystem. Semin. Immunopathol. 2018, 40, 407–419. [CrossRef]

6. Solano-Gálvez, SG; Tovar-Torres, SM; Tron-Gómez, MS; Weiser-Smeke, AE; Álvarez-Hernández, DA; Franyuti-Kelly, GA; Tapia-Moreno, M.; Ibarra, A.; Gutiérrez-Kobeh, L.; Vázquez-López, R. Menschliche dendritische Zellen: Ontogenese und ihre Untergruppen in Gesundheit und Krankheit. Med. Wissenschaft. 2018, 6, 88. [CrossRef]

7. Steinman, RM; Hemmi, H. Dendritische Zellen: Übersetzung der angeborenen in die adaptive Immunität. Curr. Spitze. Mikrobiol. Immunol. 2006, 311, 17–58. [CrossRef]

8. Fu, C.; Matte.; Zhou, L.; Mi, QS; Jiang, A. Dendritische zellbasierte Impfstoffe gegen Krebs: Herausforderungen, Fortschritte und zukünftige Chancen. Immunol. Investig. 2022, 51, 2133–2158. [CrossRef]

9. Karimi, K.; Boudreau, JE; Fraser, K.; Liu, H.; Delanghe, J.; Gauldie, J.; Xing, Z.; Bramson, JL; Wan, Y. Die durch Impfstoffe gegen dendritische Zellen hervorgerufene verstärkte Antitumorimmunität ist das Ergebnis ihrer Fähigkeit, sowohl CTL- als auch IFN-produzierende NK-Zellen zu aktivieren. Mol. Dort. 2008, 16, 411–418. [CrossRef]

10. Bouwer, AL; Saunderson, SC; Caldwell, FJ; Damani, TT; Pelham, SJ; Dunn, AC; Jack, RW; Stoitzner, P.; McLellan, AD NK-Zellen werden zum Zeitpunkt der Tumorexposition für die auf dendritischen Zellen basierende Immuntherapie benötigt. J. Immunol. 2014, 192, 2514–2521. [CrossRef]

11. Pampena, MB; Levy, EM Natürliche Killerzellen als Helferzellen in Impfstoffen gegen dendritische Zellkrebs. Vorderseite. Immunol. 2015, 6, 13. [CrossRef] [PubMed]

12. Gardner, A.; de Mingo Pulido, Á.; Ruffell, B. Dendritische Zellen und ihre Rolle in der Immuntherapie. Vorderseite. Immunol. 2020, 11, 924. [CrossRef] [PubMed]

13. Cortez, VS; Robinette, ML; Colonna, M. Angeborene lymphoide Zellen: Neue Erkenntnisse über Funktion und Entwicklung. Curr. Meinung. Immunol. 2015, 32, 71–77. [CrossRef] [PubMed]

14. Montaldo, E.; Juelke, K.; Romagnani, C. Angeborene lymphatische Zellen der Gruppe 3 (ILC3): Ursprung, Differenzierung und Plastizität bei Menschen und Mäusen. EUR. J. Immunol. 2015, 45, 2171–2182. [CrossRef]

15. Vacca, P.; Chiossone, L.; Mingari, MC; Moretta, L. Heterogenität von NK-Zellen und anderen angeborenen lymphoiden Zellen in menschlichen und murinen Decidua. Vorderseite. Immunol. 2019, 10, 170. [CrossRef] [PubMed]

16. Rankin, LC; Girard-Madoux, MJ; Seillet, C.; Mielke, LA; Kerdiles, Y.; Fenis, A.; Wieduwild, E.; Putoczki, T.; Mondot, S.; Lantz, O.; et al. Komplementarität und Redundanz von IL-22-produzierenden angeborenen lymphoiden Zellen. Nat. Immunol. 2016, 17, 179–186. [CrossRef] [PubMed]

17. Hoorweg, K.; Peters, CP; Cornelissen, F.; Aparicio-Domingo, P.; Papazian, N.; Kazemier, G.; Mjösberg, JM; Spits, H.; Cupedo, T. Funktionelle Unterschiede zwischen menschlichen NKp44(-) und NKp44(+) RORC(+) angeborenen lymphatischen Zellen. Vorderseite. Immunol. 2012, 3, 72. [CrossRef]

18. Carrega, P.; Loiacono, F.; Di Carlo, E.; Scaramuccia, A.; Mora, M.; Conte, R.; Benelli, R.; Spaggiari, GM; Cantoni, C.; Campana, S.; et al. NCR(+)ILC3 konzentriert sich auf menschlichen Lungenkrebs und ist mit intratumoralen lymphatischen Strukturen assoziiert. Nat. Komm. 2015, 6, 8280. [CrossRef]

19. Spits, H.; Artis, D.; Colonna, M.; Diefenbach, A.; Di Santo, JP; Eberl, G.; Koyasu, S.; Locksley, RM; McKenzie, AN; Mebius, RE; et al. Angeborene lymphatische Zellen – ein Vorschlag für eine einheitliche Nomenklatur. Nat. Rev. Immunol. 2013, 13, 145–149. [CrossRef]

20. Verlobte, R.; Finlay, CM; Willis, C.; Bevington, SL; Soley, J.; Ng, STH; Baker, SM; Andrews, S.; Hepworth, MR; Widerrist, DR Reziproke Transkriptionsfaktornetzwerke steuern die Funktion und Identität der geweberesidenten ILC3-Untergruppe. Nat. Immunol. 2021, 22, 1245–1255. [CrossRef]

21. van Beek, JJP; Martens, AWJ; Bakdash, G.; de Vries, IJM Angeborene lymphoide Zellen in der Tumorimmunität. Biomedicines 2016, 4, 7. [CrossRef] [PubMed]

22. Mattner, J.; Wirtz, S. Freund oder Feind? Die unklare Rolle angeborener lymphoider Zellen bei der Krebsentstehung. Trends Immunol. 2017, 38, 29–38. [CrossRef]

23. Kirchberger, S.; Royston, DJ; Boulard, O.; Thornton, E.; Franchini, F.; Szabady, RL; Harrison, O.; Powrie, F. Angeborene lymphatische Zellen erhalten Dickdarmkrebs durch die Produktion von Interleukin-22 in einem Mausmodell. J. Exp. Med. 2013, 210, 917–931. [CrossRef] [PubMed]

24. Irshad, S.; Flores-Borja, F.; Lawler, K.; Monypenny, J.; Evans, R.; Männlich, V.; Gordon, P.; Cheung, A.; Gazinska, P.; Noor, F.; et al. RORgammat( + ) angeborene lymphatische Zellen fördern die Lymphknotenmetastasierung von Brustkrebs. Krebs Res. 2017, 77, 1083–1096. [CrossRef] [PubMed]

25. Goc, J.; Lv, M.; Bessman, NJ; Flamar, AL; Sahota, S.; Suzuki, H.; Teng, F.; Putzel, GG; Eberl, G.; Withers, DR; et al. Eine Fehlregulation von ILC3s löst ein Fortschreiten und eine Immuntherapieresistenz bei Dickdarmkrebs aus. Zelle 2021, 184, 5015–5030.e16. [CrossRef]

26. Liu, Y.; Lied, Y.; Lin, D.; Lei, L.; Mei, Y.; Jin, Z.; Gong, H.; Zhu, Y.; Nabe.; Zhang, Y.; et al. Angeborene Lymphoidzellen der NCR(-)-Gruppe 3 orchestrieren die IL-23/IL-17-Achse, um die Entwicklung von hepatozellulärem Karzinom zu fördern. EBioMedicine 2019, 41, 333–344. [CrossRef] [PubMed]

27. Bruchard, M.; Geindreau, M.; Perrichet, A.; Truntzer, C.; Stimmzettel, E.; Boidot, R.; Racoeur, C.; Barsac, E.; Chalmin, F.; Hibos, C.; et al. Die Rekrutierung und Aktivierung angeborener lymphoider Zellen vom Typ 3 fördert die Antitumor-Immunantwort. Nat. Immunol. 2022, 23, 262–274. [CrossRef]

28. Rehacker, L.; Junge, M.; Bisio, V.; Roussin, F.; Denizeau, J.; Vincent-Salomon, A.; Borcoman, E.; Sedlik, C.; Piaggio, E.; Toubert, A.; et al. Angeborene lymphoide Zellen: NK- und zytotoxische ILC3-Untergruppen infiltrieren metastasierte Brustkrebs-Lymphknoten. Oncoimmunology 2022, 11, 2057396. [CrossRef]

29. Cesta, MF Normale Struktur, Funktion und Histologie der Milz. Toxicol. Pathol. 2006, 34, 455–465. [CrossRef]

30. Ishiguro, T.; Nakajima, M.; Naito, M.; Muto, T.; Tsuruo, T. Identifizierung von Genen, die in B16-Mäuse-Melanom-Sublinien mit unterschiedlichem Metastasierungspotenzial unterschiedlich exprimiert werden. Krebs Res. 1996, 56, 875–879.

31. Szabo, SJ; Kim, ST; Costa, GL; Zhang, X.; Fathman, CG; Glimcher, LH Ein neuartiger Transkriptionsfaktor, T-bet, steuert die Bindung der Th1-Linie. Zelle 2000, 100, 655–669. [CrossRef] [PubMed]