Biomonitoring von Mykotoxinen im Plasma von Patienten mit Alzheimer- und Parkinson-KrankheitⅢ
Apr 12, 2023
3. Schlussfolgerungen
Wir präsentieren die Ergebnisse einer ersten HBM-Studie zur Analyse von 19 Mykotoxinen und Metaboliten in Plasmaproben von gesunden und Patienten (AD und PD) Freiwilligen in La Rioja (Spanien). Die Ergebnisse der Studie deuten auf einige Unterschiede zwischen der Kontrollgruppe und den Patienten hinsichtlich der OTA- und STER-Werte hin. Der Grund für diesen Unterschied ist unbekannt. Mehrere Faktoren könnten das beobachtete Ergebnis beeinflussen, wie etwa Unterschiede in der Ernährung, veränderter Stoffwechsel aufgrund der Krankheit oder die Tatsache, dass Geschlecht und Alter eine wichtige Rolle bei den im Plasma nachgewiesenen Mykotoxinspiegeln spielen könnten.
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Alle diese Störfaktoren sollten sorgfältig anhand von Studien mit einer größeren Anzahl von Personen bewertet werden. In der vorliegenden Studie wurden Unterschiede in der OTA zwischen gesunden Begleitern und Patienten beobachtet, aber die Unterschiede scheinen eher mit dem Geschlecht als mit der Krankheit selbst zusammenzuhängen. Darüber hinaus nahm die OTA tendenziell mit zunehmendem Alter ab, insbesondere in der PD-Gruppe. Eines der Hauptergebnisse ist, dass STER erst nach einer Behandlung mit -Glucuronidase/Arylsulfatase auftrat, was die Hypothese stützt, dass STER-Glucuronide während des menschlichen Stoffwechsels gebildet werden. Darüber hinaus wurde festgestellt, dass die STER-Plasmaspiegel bei den Patienten höher waren, ohne dass es Unterschiede zwischen den Pathologien gab. Darüber hinaus korrelierten die STER-Werte bei Frauen positiv mit dem Alter.
Bei der Interpretation der Daten ist es wichtig, darauf hinzuweisen, dass die vorliegende Studie nicht dazu gedacht war, die Pathobiologie von PD oder AD zu erklären, sondern vielmehr zu untersuchen, ob das Vorhandensein eines möglichen umweltbedingten Risikofaktors als störende Faktoren wirken könnte, die an der Genese beteiligt sind. Interaktion mit der Umwelt. Proben aus der Kontrollgruppe stimmen mit früheren Daten überein, die in einer ähnlichen Population in einer benachbarten Region Spaniens erhalten wurden, und verwenden dieselbe LC/MS-MS-Analyse [35].
Beim Vergleich gesunder Personen in beiden Studien ist jedoch Folgendes zu beachten: (i) Die Altersspanne ist unterschiedlich, da die Mehrheit der Proben in der vorliegenden Studie von Personen über 60 Jahren stammten, insbesondere in den AD- und PD-Gruppen , wie bei altersbedingten Krankheiten zu erwarten; und (ii) die Anzahl der Kontrollproben, die in der vorliegenden Studie gering ist. Darüber hinaus sollten bei der Interpretation der Daten aus der vorliegenden Studie auch andere Einschränkungen berücksichtigt werden; Viele der Daten lagen sehr nahe an der LOD und die Anzahl der Proben war begrenzt (insbesondere bei AD-Männern). Insgesamt zeigen unsere Ergebnisse einige statistisch signifikante Unterschiede zwischen der Kontrollgruppe und Patienten mit neurodegenerativen Erkrankungen, weisen aber auch auf einige alters- und geschlechtsbedingte Reaktionen hin, die wiederum den Stoffwechsel beeinflussen könnten.
4. Materialien und Methoden
4.1. Reagenzien
LC-MS grade methanol (Honeywell Riedel-de-Haën, Seelze, Germany), LC grade acetonitrile (ACN) (Merck, Darmstadt, Germany), MS grade formic acid (purity > 98%), ammonium formate (both from Fluka Sigma-Aldrich, Mannheim, Germany), and deionized water (>18 MΩ cm-1 spezifischer Widerstand), gereinigt in einem Ultramatic Typ I-System (Wasserlab, Navarra, Spanien), wurden zur Probenvorbereitung und LC-MS/MS-Analyse verwendet. Captiva EMR-Lipid-Kartuschen (3 ml) wurden von Agilent Technologies (Santa Clara, CA, USA) bezogen.
Alle Mykotoxine (Referenzmaterial, Reinheit größer oder gleich 98 Prozent) wurden von Sigma-Aldrich (St. Louis, MO, USA) als ACN-Lösungen in den folgenden Konzentrationen AFM1, AFG2 und AFB2 gekauft: 0. 5 µg/ml; AFG1 und AFB1: 2 µg/ml; OTA-d5 und OTB: 10 µg/ml; STER und DOM-1: 50 µg/ml; NIV-, DON-, 3-ADON-, 15-ADON-, NEO-, DAS-, FUS-X-, ZEA- und T-2- und HT{19}}-Toxine: 100 µg/ml. Die Referenzmaterialien wurden bei −20 ◦C gelagert. Standard-Stammlösungen wurden in ACN hergestellt und bei –20 °C gelagert. Die Arbeitslösung, die alle Mykotoxine enthält, wurde durch Verdünnen der entsprechenden Einzelstammlösungen in ACN hergestellt. Die Stabilität der Standard- und Arbeitsstammlösungen unter diesen Lagerbedingungen wurde zuvor bewertet [36].
4.2. Betreffects
Vor Aufnahme in die Studie wurde von allen Teilnehmern eine schriftliche Einverständniserklärung eingeholt. Insgesamt 94 Probanden, darunter 44 Patienten mit leichter Parkinson-Krankheit, 25 Patienten mit Demenz, die nicht mit Parkinson in Zusammenhang steht, und 25 gesunde Kontrollpersonen wurden mit ethischer Genehmigung aus dem neurologischen Dienst des San Pedro-Krankenhauses in La Rioja (Spanien) rekrutiert („Studie von Lipidprofilen in Serum-/Plasmaproben von Parkinson-Patienten zur Ermittlung eines unterschiedlichen klinischen Musters für Diagnosezwecke“ Ref: CEICLAR PI- 212, genehmigt am 4. April 2016) von der örtlichen Ethikkommission für Humanexperimente (CEImLar , Comité Ética de Investigación con medicamentos de La Rioja). Die Patienten wurden von erfahrenen Neurologen diagnostiziert. PD-Patienten wurden anhand der modifizierten HY-Skala (Tabelle S3) beurteilt, während Patienten mit Demenz, die nicht mit PD in Zusammenhang stand, anhand des GDS (Tabelle S4) beurteilt wurden, um ihr Krankheitsstadium zu bestimmen. Zu den gesunden Kontrollpersonen gehörten Ehepartner oder nicht verwandte Partner von Patienten ohne offensichtliche oder bekannte neurologische Erkrankungen oder Komorbiditäten.
4.3. Plasma
Bei einem Arztbesuch wurden Blutproben entnommen. Das Blut wurde in 4-ml-EDTA-beschichteten Röhrchen (Vacutainer, Ref.-Nr. 368171) gesammelt und das Plasma innerhalb von 2 Stunden durch 15-minütige Zentrifugation bei 2200× g bei Raumtemperatur abgetrennt. Das Plasma wurde sofort entfernt und in 0,2-ml-Aliquots in codierte Fläschchen überführt, um wiederholte Einfrier-/Auftauzyklen zu vermeiden, und dann bei –80 °C gelagert. Es wurde sorgfältig darauf geachtet, eine Kontamination der Plasmaproben mit Zellen oder Bestandteilen des durch die Zentrifugation erhaltenen Pellets zu vermeiden.
4.4. Probenvorbereitungtion
Die Plasmabehandlung vor und nach der enzymatischen Hydrolyse erfolgte wie in ArceLópez et al. beschrieben. (2020) [35,36]. Kurz gesagt wurden die Plasmaproben (400 µL) in eine Captiva EMR-Lipidkartusche gegeben, die 1200 µL angesäuertes ACN (1 Prozent Ameisensäure) enthielt. Das Vakuum wurde angelegt und nach 5 Minuten wurden zwei 400-µL-Aliquots (eines für jede der zu untersuchenden Mykotoxingruppen) aus dem Abwasser abgetrennt und dann zur Trockne (60 °C) eingedampft.
Diese Methode wurde zum Nachweis von 19 Verbindungen (Mykotoxine und Metaboliten) verwendet, die in zwei Gruppen eingeteilt wurden (entsprechend den verschiedenen Elutionsprogrammen, die für die chromatographische Trennung erforderlich sind): DOM-1, AFG2, AFM1, AFG1, AFB2, AFB1 , OTB, ZEA, STER, OTA, T-2, HT-2 (Gruppe I) und NIV, DON, FUS-X, NEO, 3-ADON, 15-ADON und DAS (Gruppe II). Der Rückstand wurde mit 200 µL mobiler Phase in dem Verhältnis rekonstituiert, das der beabsichtigten Gruppe der zu analysierenden Mykotoxine entsprach (40 Prozent B für Gruppe I und 5 Prozent B für Gruppe II).
Vor der chromatographischen Analyse wurde die Lösung verwirbelt (5 Minuten) und filtriert (PVDF, 0,45 µm, Merck Millipore, Irland). Das Verfahren zur enzymatischen Hydrolyse war: 400 µL Plasma wurden mit 50 µL einer Mischung aus Glucuronidase/Sulfatase-Enzymen (250 U/ml, 0,2 U/ml in PBS; von Helix Pomatia (Sigma Aldrich, Mannheim, Deutschland). Nach dem Rühren wurden die Proben über Nacht (37 °C) in einem Wasserbad inkubiert. Anschließend wurde die Plasmaprobenreinigung mit Captiva-EMR-Kartuschen ähnlich wie oben beschrieben durchgeführt.
4.5. LC/MS-MS-Analyse
Die LC-MS/MS-Analyse wurde in einem LC-System der Serie 1200 durchgeführt, das an einen 6410 Triple Quadrupol (QqQ) im ESI(plus)-Modus gekoppelt war, beide von Agilent Technologies (Mannheim, Deutschland). Die Trennung wurde bei 45 °C auf einer Ascentis Express C18-Säule mit einer Partikelgröße von 2,7 µm und einer Größe von 150 × 2,1 mm (Supelco Analytical, St. Louis, MO, USA) mit einer mobilen Phase aus 5 mM Ammoniumformiat und 0,1 Prozent Ameisensäure durchgeführt in Wasser (A) und 5 mM Ammoniumformiat und 0,1 Prozent Ameisensäure in einem 95:5 Methanol/Wasser (B) unter Gradientenbedingungen.
Das Injektionsvolumen betrug 20 µL und die Gradientenelution wurde mit einer Flussrate von 0,4 ml/min durchgeführt. Datenerfassungsparameter werden in Arce-López et al. beschrieben. (2020) [36]. Die Proben wurden analysiert und in Analysesequenzen gruppiert. Jede Sequenz umfasste neben den Proben acht mit der Matrix übereinstimmende Kalibratoren.
Diese Kalibratoren wurden zur Erstellung von Kalibrationskurven eingesetzt, die der Quantifizierung von Mykotoxinen in den analysierten Proben in derselben Reihenfolge dienten. Die Akzeptanzkriterien für die Kalibrierungskurven waren: mindestens sechs Punkte, ein Bestimmungskoeffizient (R2) > 0,99 und eine zurückgerechnete Konzentration für jeden Kalibrator, die nicht um (ausgedrückt als RE) vom Nennwert abweicht mehr als 15 Prozent (20 Prozent für LOQ-Niveau) [32]. Darüber hinaus sollten sich die Retentionszeiten zwischen Proben und Kalibratoren nicht um mehr als 2,5 Prozent unterscheiden [33]. Abhängig vom verfügbaren Plasmavolumen konnten nach der enzymatischen Behandlung nicht alle Proben analysiert werden.
4.6. Validierung analytischer Methoden
Validierung beider Verfahren (vor und nach der enzymatischen Hydrolyse) gemäß den FDA- und EU-Richtlinien, wie in Arce-Lopez et al. beschrieben. (202{{10}}) [35,36]. LOD-Werte waren: 1,35 ng/ml für DOM-1; 0,35 ng/ml für AFG2, 0,18 ng/ml für AFM1; 0.07 ng/ml für AFG1 und AFB2; 0.04 ng/ml für AFB1; 2,70 ng/ml für HT-2; 0,40 ng/ml für OTA und OTB; 0,20 ng/ml für T-2 und STER; 1,80 ng/ml für ZEA; 9,10 ng/ml für NIV; 1,94 ng/ml für DON; 1,95 ng/ml für FUS-X; 0,18 ng/ml für NEO; 0,70 ng/ml für 3-ADON; 1,20 ng/ml für 15-ADON und 0,15 ng/ml für DAS.
Die Wiederfindungswerte (bei Bedingungen mittlerer Präzision) vor der enzymatischen Behandlung lagen zwischen 68,8 Prozent für STER und 97,6 Prozent für DAS (RDS kleiner oder gleich 15 Prozent für alle Mykotoxine), und nach der enzymatischen Behandlung wurden keine Unterschiede festgestellt. Matrixeffekte wurden auch vor und nach der enzymatischen Behandlung bewertet, und es gab keine Unterschiede bei den meisten Mykotoxinen, wobei für alle RDS-Werte von weniger als oder gleich 15 Prozent ermittelt wurden. Die Stabilität nach zwei Einfrier-Auftau-Zyklen wurde bei zwei Konzentrationsstufen (6 und 30xLOQ) (drei Wiederholungen pro Stufe) bewertet. Alle Mykotoxine waren stabil (RSD < 15 Prozent) (Tabelle S7).
4.7. Statistische Analyse und Datenverarbeitung
Bei der statistischen Verarbeitung analytischer Daten ist es wichtig, die Art der Verteilung zu klären, die den Datensatz charakterisiert. Die zu verwendenden Deskriptoren und Pakettests unterscheiden sich, wenn wir über normalverteilte oder nicht normalverteilte Daten verfügen. Der Shapiro-Wilk-Test wurde verwendet, um die Normalverteilung der untersuchten Mykotoxinkonzentrationen zu überprüfen.
Da die Hypothese der Normalität abgelehnt wurde, wurde für die statistische Behandlung ein nichtparametrischer Testsatz (der keine Verteilungsannahme impliziert) verwendet. Um die möglichen Unterschiede zwischen den Konzentrationsniveaus von OTA und STER in Gruppen und Untergruppen zu bewerten, wurde der Wilcoxon-Rangsummentest (Mann-Whitney-Statistik mit zwei Stichproben) verwendet (49). In der Statistik ist der Wilcoxon-Rangsummentest ein nichtparametrischer Test, der verwendet wird, um zu testen, ob zwei Stichproben wahrscheinlich aus derselben Grundgesamtheit stammen. Dabei wird überprüft, ob für zwei zufällig ausgewählte Werte X und Y aus den beiden Grundgesamtheiten die Wahrscheinlichkeit von X größer ist als Y ist gleich der Wahrscheinlichkeit, dass Y größer als X ist.
Zum gleichen Zweck wurde ein Kruskal-Wallis-Test verwendet, bei dem die Zusammenstellung von Variablen mehr als eine Verteilung implizierte [50]. Zur Beurteilung der Korrelation zwischen Mykotoxinspiegel und Alter (quantitative Variable) wurde der Spearman-Rangkorrelationskoeffizient (oder Spearman-Rho) verwendet. Alle Tests wurden mit einem Signifikanzniveau von 5 Prozent durchgeführt. Die Ergebnisse werden zusammen mit dem Grad der statistischen Signifikanz und dem p-Wert angegeben. Alle Analysen wurden mit der STATA14-Software (Stata/IC 14.0, Copyright 1985–2015 StataCorp LP) durchgeführt. Hinsichtlich der Datenverarbeitung für die Erstellung des Datensatzes wurden quantitative und qualitative Variablen wie folgt behandelt: OTA- und STER-Ebene. Quantitative Variable, nicht negative Variable, ausgedrückt als Werte in ng/ml.
Die Werte wurden wie folgt zugewiesen: Wert=0 ng/ml; wann das aus der Analyse abgeleitete Analyseergebnis gefunden wurde
Eine quantitative Variable wurde verwendet, um die Diagnose von PD-Patienten zu skalieren (Tabelle S3). Zusätzlich wurde eine binäre Variable (HY_d=0 und HY_d=1) definiert: HY_d=0 für PD Patienten, die auf der HY-Skala einen Wert im Bereich von 1–2 erreichten (keine beeinträchtigten Haltungsreflexe); HY_d=1 für PD-Patienten, die eine HY-Skala im Bereich von 2,5–3 erreichten (beeinträchtigte Haltungsreflexe). GDS-Skala. Eine quantitative Variable wurde verwendet, um die Diagnose von Patienten mit AD zu skalieren (Tabelle S4).
Der Mechanismus von Cistanche behandelt die Alzheimer-Krankheit und die Parkinson-Krankheit
Cistanche ist ein traditionelles chinesisches Kraut, das wegen seiner potenziellen gesundheitlichen Vorteile seit vielen Jahren verwendet wird. In jüngsten Studien wurde festgestellt, dass Cistanche neuroprotektive Wirkungen haben und bei der Behandlung der Alzheimer-Krankheit (AD) und der Parkinson-Krankheit (PD) wirksam sein kann.
Der Mechanismus von Cistanche bei der wirksamen Behandlung von AD und Parkinson wird auf seine aktiven Bestandteile wie Echinacosid, Acteosid und Cistanoside zurückgeführt. Es wird angenommen, dass diese Verbindungen antioxidative und entzündungshemmende Eigenschaften haben, die oxidativen Stress und Entzündungen im Gehirn reduzieren können, die mit der Entwicklung und dem Fortschreiten neurodegenerativer Erkrankungen verbunden sind.
Cistanche kann auch das Wachstum von Nervenzellen fördern und die kognitive Funktion verbessern, indem es den Spiegel des aus dem Gehirn stammenden neurotrophen Faktors (BDNF) erhöht, einem Protein, das eine entscheidende Rolle beim Wachstum und der Erhaltung von Neuronen spielt. Darüber hinaus reduziert Cistanche nachweislich β-Amyloid-Plaques, die charakteristische Merkmale der Alzheimer-Krankheit sind, und verringert die Ansammlung von β-Synuclein im Gehirn, das mit der Parkinson-Krankheit verbunden ist.
Insgesamt sind die potenziellen therapeutischen Vorteile von Cistanche bei der Behandlung von AD und Parkinson vielversprechend, es sind jedoch weitere Studien erforderlich, um die genauen Wirkmechanismen aufzuklären und seine Wirksamkeit und Sicherheit im klinischen Umfeld zu bestätigen.
Verweise
1Serrano-Pozo, A.; Frosch, MdB; Masliah, E.; Hyman, BT Neuropathologische Veränderungen bei der Alzheimer-Krankheit. Kalter Frühling Harb. Perspektive. Med. 2011, 1, a006189. [CrossRef]
2. Fearnley, JM; Lees, AJ Altern und Parkinson-Krankheit: Regionale Selektivität der Substantia nigra. Brain 1991, 114, 2283–2301. [CrossRef]
3. Barber, RC Die Genetik der Alzheimer-Krankheit. Scientifica (Kairo) 2012, 2012, 1–14. [CrossRef]
4. Izco, M.; Carlos, E.; Alvarez-Erviti, L. Die zwei Gesichter von Exosomen bei der Parkinson-Krankheit: Von der Pathologie zur Therapie. Neurowissenschaftler 2021, 107385842199000. [CrossRef] [PubMed]
5. Hou, Y.; Dan, X.; Babbar, M.; Wei, Y.; Hasselbalch, SG; Croteau, DL; Bohr, VA Altern als Risikofaktor für neurodegenerative Erkrankungen. Nat. Rev. Neurol. 2019, 15, 565–581. [CrossRef] [PubMed]
6. Johnson, ME; Stecher, B.; Labrie, V.; Brundin, L.; Brundin, P. Auslöser, Vermittler und Verschärfer: Die Pathogenese der Parkinson-Krankheit neu definieren. Trends Neurosci. 2019, 42, 4–13. [CrossRef]
7. Wainaina, MN; Chen, Z.; Zhong, C. Umweltfaktoren bei der Entwicklung und dem Fortschreiten der spät einsetzenden Alzheimer-Krankheit. Neurosci. Stier. 2014, 30, 253–270. [CrossRef]
8. Rahman, MA; Rahman, MS; Uddin, MJ; Mamum-Or-Rashid, ANM; Pang, M.-G.; Rhim, H. Neues Risiko von Umweltfaktoren: Erkenntnismechanismen der Alzheimer-Krankheit. Umgebung. Wissenschaft. Umweltverschmutzung. Res. 2020, 27, 44659–44672. [CrossRef] [PubMed]
9. Bush, AI Die Metalltheorie der Alzheimer-Krankheit. J. Alzheimer Dis. 2012, 33, S277–S281. [CrossRef] 10. Moulton, PV; Yang, W. Luftverschmutzung, oxidativer Stress und Alzheimer-Krankheit. J. Umgebung. Public Health 2012, 2012, 472751. [CrossRef]
11. Li, Y.; Fang, R.; Liu, Z.; Jiang, L.; Zhang, J.; Li, H.; Liu, C.; Li, F. Der Zusammenhang zwischen der Exposition gegenüber toxischen Pestiziden in der Umwelt und der Alzheimer-Krankheit: Eine szientometrische und Visualisierungsanalyse. Chemosphere 2021, 263, 128238. [CrossRef]
12. Fulop, T.; Witkowski, JM; Bourgade, K.; Khalil, A.; Zerif, E.; Larbi, A.; Hirokawa, K.; Pawelec, G.; Bocti, C.; Lacombe, G.; et al. Kann eine Infektionshypothese die Beta-Amyloid-Hypothese der Alzheimer-Krankheit erklären? Vorderseite. Alternde Neurowissenschaften. 2018, 10, 224. [CrossRef]
13. Vasefi, M.; Ghaboolian-Zare, E.; Abedelwahab, H.; Osu, A. Umweltgifte und das Fortschreiten der Alzheimer-Krankheit. Neurochem. Int. 2020, 141, 104852. [CrossRef]
14. Goldman, SM Umweltgifte und Parkinson-Krankheit. Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. 2014, 54, 141–164. [CrossRef] [PubMed]
15. Marras, C.; Canning, CG; Goldman, SM Umwelt, Lebensstil und Parkinson-Krankheit: Auswirkungen auf die Prävention im nächsten Jahrzehnt. Mov. Unordnung. 2019, 34, 801–811. [CrossRef] [PubMed]
16. Van der Mark, M.; Brouwer, M.; Kromhout, H.; Nijssen, P.; Huss, A.; Vermeulen, R. Steht der Einsatz von Pestiziden im Zusammenhang mit der Parkinson-Krankheit? Einige Hinweise auf Heterogenität in den Studienergebnissen. Umgebung. Gesundheitsperspektive. 2012, 120, 340–347. [CrossRef] [PubMed]
17. Gorell, JM; Johnson, CC; Rybicki, BA; Peterson, EL; Richardson, RJ Das Risiko der Parkinson-Krankheit bei Exposition gegenüber Pestiziden, Landwirtschaft, Brunnenwasser und Landleben. Neurology 1998, 50, 1346–1350. [CrossRef]
18. Priyadarshi, A.; Khuder, SA; Schaub, EA; Priyadarshi, SS Umweltrisikofaktoren und Parkinson-Krankheit: Eine Metaanalyse. Umgebung. Res. 2001, 86, 122–127. [CrossRef]
19. Mitchell, NJ; Bowers, E.; Hurburgh, C.; Wu, F. Mögliche wirtschaftliche Verluste für die US-amerikanische Maisindustrie durch Aflatoxin-Kontamination. Lebensmittelzusatz. Kontam. Teil A 2016, 33, 540–550. [CrossRef] [PubMed]
20. Marin, S.; Ramos, AJ; Cano-Sancho, G.; Sanchis, V. Mykotoxine: Vorkommen, Toxikologie und Expositionsbewertung. Lebensmittelchem. Toxicol. 2013, 60, 218–237. [CrossRef]
21. Janik, E.; Niemcewicz, M.; Ceremuga, M.; Stela, M.; Saluk-Bijak, J.; Siadkowski, A.; Bijak, M. Molekulare Aspekte von Mykotoxinen – ein ernstes Problem für die menschliche Gesundheit. Int. J. Mol. Wissenschaft. 2020, 21, 8187. [CrossRef]
22. Logrieco, A.; Miller, J.; Eskola, M.; Krska, R.; Ayalew, A.; Bandyopadhyay, R.; Battilani, P.; Bhatnagar, D.; Chulze, S.; De Saeger, S.; et al. Die Mykotoxin-Charta: Sensibilisierung und konzertierte Maßnahmen zur Minimierung der Mykotoxin-Exposition weltweit. Toxins (Basel) 2018, 10, 149. [CrossRef] 23. Europäische Kommission. Verordnung (EG) Nr. 1881/2006 der Kommission vom 19. Dezember 2006 zur Festlegung von Höchstgehalten für bestimmte Kontaminanten in Lebensmitteln. Aus. J. Eur. Union 2006, 364, 5–24.
24. Europäisches Parlament. Europäisches Parlament und Rat der EU-Richtlinie des Europäischen Parlaments und des Rates vom 7. Mai 2002 über unerwünschte Stoffe in der Tierernährung 2002/32. Aus. J. Eur. Communities 2002, L140, 10–22.
25. Europäische Kommission. Empfehlung der Kommission vom 17. August 2006 zum Vorhandensein von Deoxynivalenol, Zearalenon, Ochratoxin A, T-2 und HT-2 und Fumonisinen in Produkten, die zur Tierernährung bestimmt sind. Aus. J. Eur. Union 2006, L299, 7–9.
26. Eskola, M.; Kos, G.; Elliott, CT; Hajšlová, J.; Mayar, S.; Krska, R. Weltweite Kontamination von Nahrungspflanzen mit Mykotoxinen: Gültigkeit der viel zitierten „FAO-Schätzung“ von 25 Prozent. Krit. Rev. Food Sci. Nutr. 2020, 60, 2773–2789. [CrossRef] [PubMed]
27. Escrivá, L.; Schriftart, G.; Manyes, L.; Berrada, H. Studien zum Vorhandensein von Mykotoxinen in biologischen Proben: Ein Überblick. Toxins (Basel) 2017, 9, 251. [CrossRef]
28. Gurusankar, R.; Yenugadhati, N.; Krishnan, K.; Hays, S.; Haines, D.; Zidek, A.; Kuchta, S.; Kinniburgh, D.; Gabos, S.; Mattison, D.; et al. Die Rolle der humanbiologischen Überwachung bei der Gesundheitsrisikobewertung. Int. J. Risikobewertung. Geschäftsführer 2017, 20, 136–197. [CrossRef]
29. Bredesen, DE Inhalative Alzheimer-Krankheit: Eine unerkannte – und behandelbare – Epidemie. Aging (Albany NY) 2016, 8, 304–313. [CrossRef]
30. Martins, I. Überernährung bestimmt die LPS-Regulation der Mykotoxin-induzierten Neurotoxizität bei neurodegenerativen Erkrankungen. Int. J. Mol. Wissenschaft. 2015, 16, 29554–29573. [CrossRef] [PubMed]
31. Izco, M.; Vettorazzi, A.; Forcen, R.; Blesa, J.; de Toro, M.; Alvarez-Herrera, N.; Cooper, JM; Gonzalez-Peñas, E.; Lopez de Cerain, A.; Alvarez-Erviti, L. Orale subchronische Exposition gegenüber dem Mykotoxin Ochratoxin A löst bei Mäusen sechs Monate nach Ende der Behandlung wichtige pathologische Merkmale der Parkinson-Krankheit aus. Lebensmittelchem. Toxicol. 2021, 152, 112164. [CrossRef]
32. Zentrum für Arzneimittelbewertung und -forschung (FDA). Leitfaden zur Validierung bioanalytischer Methoden für die Industrie. 2018. Online verfügbar: https://www.fda.gov/files/drugs/published/Bioanalytical-Method-Validation-Guidance-for-Industry.pdf (abgerufen am 20. November 2019).
33. Europäische Kommission. Entscheidung der Kommission vom 12. August 2002 zur Umsetzung der Richtlinie 96/23/EG des Rates über die Durchführung von Analysemethoden und die Interpretation der Ergebnisse (2002/657/EG). Aus. J. Eur. Communities 2002, 221, 8–36.
34. EFSA. Verwaltung linkszensierter Daten bei der Bewertung der ernährungsbedingten Exposition gegenüber chemischen Substanzen. EFSA J. 2010, 8, 1–96.
35. Arce-López, B.; Lizarraga, E.; Irigoyen, Á.; González-Peñas, E. Vorkommen von 19 Mykotoxinen im menschlichen Plasma in einer Region Nordspaniens. Toxine (Basel) 2020, 12, 750. [CrossRef]
36. Arce-López, B.; Lizarraga, E.; Flores-Flores, M.; Irigoyen, Á.; González-Peñas, E. Entwicklung und Validierung einer Methodik basierend auf der Captiva EMR-Lipidreinigung und LC-MS/MS-Analyse zur gleichzeitigen Bestimmung von Mykotoxinen in menschlichem Plasma. Talanta 2020, 206, 120193. [CrossRef]
37. Remiro, R.; González-Peñas, E.; Lizarraga, E.; López de Cerain, A. Quantifizierung von Ochratoxin A und fünf Analoga in Navarra-Rotweinen. Lebensmittelkontrolle 2012, 27, 139–145. [CrossRef]
38. Yang, S.; Zhang, H.; De Saeger, S.; De Boevre, M.; Sun, F.; Zhang, S.; Cao, X.; Wang, Z. In-vitro- und In-vivo-Metabolismus von Ochratoxin A: Eine Vergleichsstudie mit Ultra-Performance-Flüssigkeitschromatographie-Quadrupol/Flugzeit-Hybrid-Massenspektrometrie. Anal. Bioanal. Chem. 2015, 407, 3579–3589. [CrossRef] [PubMed]
39. Muñoz, K.; Cramer, B.; Dopstadt, J.; Humpf, HU; Degen, GH Nachweis von Ochratoxin A-Konjugaten in Urinproben von Säuglingen und Erwachsenen. Mykotoxin Res. 2017, 33, 39–47. [CrossRef] [PubMed]
40. Vidal, A.; Mengelers, M.; Yang, S.; De Saeger, S.; De Boevre, M. Mykotoxin-Biomarker der Exposition: Eine umfassende Übersicht. Kompr. Rev. Food Sci. Lebensmittelecht. 2018, 17, 1127–1155. [CrossRef]
41. EFSA CONTAM Panel (EFSA-Gremium für Kontaminanten in der Lebensmittelkette); Schrenk, D.; Bodin, L.; Chipman, JK; del Mazo, J.; Grasl-Kraupp, B.; Hogstrand, C.; Hoogenboom, L.; Leblanc, J.; Nebbia, CS; et al. Risikobewertung von Ochratoxin A in Lebensmitteln. EFSA J. 2020, 18, 06113.
42. Arce-López, B.; Lizarraga, E.; Vettorazzi, A.; González-Peñas, E. Humanes Biomonitoring von Mykotoxinen in Blut, Plasma und Serum in den letzten Jahren: Ein Rückblick. Toxine (Basel) 2020, 12, 147. [CrossRef]
Beatriz Arce-López 1, Lydia Alvarez-Erviti 2, Barbara De Santis 3, María Izco 2, Silvia López-Calvo 4, Maria Eugenia Marzo-Sola 4, Francesca Debegnach 3, Elena Lizarraga 1, Adela López de Cerain 5,6, Elena González-Peñas 1,† und Ariane Vettorazzi 5,6,* ,†
1 Abteilung für Pharmazeutische Technologie und Chemie, Forschungsgruppe MITOX, Fakultät für Pharmazie und Ernährung, Universidad de Navarra, 31008 Pamplona, Spanien; barce@alumni.unav.es (BA-L.); elizarraga@unav.es (EL); mgpenas@unav.es (EG-P.)
2 Labor für Molekulare Neurobiologie, Zentrum für biomedizinische Forschung von La Rioja (CIBIR), Piqueras 98, 3. Stock, 26006 Logroño, Spanien; laerviti@riojasalud.es (LA-E.); mizco@riojasalud.es (MI)
3 Nationales Referenzlabor für Mykotoxine und Pflanzentoxine, Istituto Superiore di Sanità, 00161 Roma, Italien; barbara.desantis@iss.it (BDS); francesca.debegnach@iss.it (FD)
4 Servicio de Neurología, Hospital San Pedro, Piqueras 98, 26006 Logroño, Spanien; slcalvo@riojasalud.es (SL-C.); memarzo@riojasalud.es (MEM-S.)
5 Department of Pharmacology and Toxicology, Research Group MITOX, School of Pharmacy and Nutrition, Universidad de Navarra, 31008 Pamplona, Spain; acerain@unav.es 6 IdiSNA, Navarra Institute for Health Research, 31008 Pamplona, Spain
